Persistent form of bovine viral diarrhea

Cover Page


Cite item

Full Text

Abstract

The review provides an analysis of literature data on the persistent form of Bovine Viral diarrhea/Mucosal disease (BVD) and is focused on virus and host factors, including those related to immune response, that contribute the persistence of the virus. BVD is a cattle disease widespread throughout the world that causes significant economic damage to dairy and beef cattle. The disease is characterized by a variety of clinical signs, including damage to the digestive and respiratory organs, abortions, stillbirths and other failures of reproductive functions.

Full Text

Введение

Рентабельность скотоводства обеспечивается рядом факторов, в том числе высоким генетическим потенциалом животных, полноценным кормлением и благополучием по инфекционным, инвазионным и массовым незаразным болезням. Среди многообразия вирусных агентов, вызывающих патологии у крупного рогатого скота (КРС), особую роль играет возбудитель вирусной диареи – болезни слизистых оболочек (ВД-БС), которая широко распространена в большинстве стран мира [1]. По вышеуказанным причинам в 2007 г. Всемирная организация охраны здоровья животных (ВОЗЖ) внесла ВД-БС в список болезней, подлежащих нотификации [2–4].

В результате инфицирования вирусом ВД-БС КРС у животных наблюдается широкий диапазон клинических проявлений, обусловленных поражением органов пищеварения, дыхания и репродуктивной системы [3, 5]. Заболевание может протекать как в субклинической, так и манифестной форме с гибелью инфицированных животных. Клинические признаки и течение заболевания могут быть разными в зависимости от различных изолятов вируса.

Цель работы – обзор проблемы персистентной формы ВД-БС КРС.

Результаты

Возбудителем ВД-БС КРС являются три различающиеся антигенно и генетически вируса, относящиеся к роду Pestivirus, семейству Flaviviridae: пестивирус А (bovine viral diarrhea virus 1, BVDV-1), В (BVDV-2) и H (BVDV-3, HoBiPeV) [6, 7]. В настоящее время в составе 1-го типа вируса диареи идентифицирован 21 подтип; 2-го типа – 5 подтипов; 3-го типа – 4 подтипа [4, 8, 9–14]. Все пестивирусы имеют сходное строение, их геном представлен одной положительной цепью РНК размером 12,3 тыс. нуклеотидов, которая имеет одну открытую рамку считывания длиной около 4000 кодонов, кодирующую 4 структурных белка (C, Erns, E1 и E2) и 8 неструктурных белков (Npro, p7, NS2, NS3, NS4A, NS4B, NS5A и NS5B) [7, 15–19].

ВД-БС диагностируется у КРС всех возрастов и носит, как правило, стационарный характер [63, 64]. КРС является естественным хозяином вируса ВД-БС КРС, который вызывает поражение слизистых оболочек, респираторного и желудочно-кишечного тракта, а также репродуктивной системы. К вирусу ВД-БС восприимчивы КРС, овцы, козы, зубры, буйволы, олени, верблюды лоси, маралы и свиньи [16, 20–24]. Инкубационный период при ВД-БС колеблется от 2 до 14 сут. Клинические признаки вирусной диареи регистрируются у КРС всех возрастов, в том числе и у новорожденных телят, но при персистентной инфекции клинические признаки практически не проявляются. Клинико-морфологическая манифестация вирусной диареи КРС при современных условиях содержания определяется состоянием иммунной системы инфицированного животного, которое характеризуется вирусиндуцированной иммуносупрессией и является результатом прямого воздействия возбудителя на лимфоидные клетки [18, 25, 26]. Заболевание может протекать субклинически или в легкой форме, сопровождаясь субфебрильной лихорадкой, диареей и кашлем [25]. В редких случаях при остром течении у инфицированных животных могут наблюдаться высокая температура и кровотечение во внутренних органах. Во время вспышек в конце 80-х и начале 90-х годов прошлого века, вызванных высоковирулентными штаммами вируса ВД-БС 2-го генотипа, регистрировалась гибель животных. Считается, что изоляты вируса ВД-БС 1-го генотипа имеют низкую вирулентность, но также могут вызывать аналогичные клинические признаки при остром течении заболевания, хотя и очень редко [2, 27]. Степень и тяжесть клинических признаков, вызванных вирусом ВД-БС, у пораженных животных сильно варьирует [2, 28]. Основными факторами, обусловливающими клиническую картину заболевания, являются: два типа инфекции с совершенно разным участием иммунной системы (иммунный ответ при транзиторной виремии и иммунотолерантность при персистирующей инфекции), два разных биотипа вируса (нецитопатический и цитопатический), а также генетическое разнообразие как изолятов возбудителя ВД-БС, так и животных-хозяев [14, 29].

Вирус ВД-БС передается контактным, аэрогенным, алиментарным, половым и трансплацентарным путями. Основным источником и резервуаром возбудителя ВД-БС являются больные и персистентно инфицированные, в том числе и дикие, животные [20, 31–34]. Эти животные выделяют во внешнюю среду большое количества вируса с мочой, фекалиями, молоком и другими выделениями [23]. Большую угрозу распространения нецитопатогенного вируса ВД-БС представляет сперма инфицированных быков-производителей [9, 21, 35, 36]. Все это приводит к циркуляции возбудителя в популяциях КРС, которая поддерживается, благодаря наличию персистентно инфицированных животных.

Межвидовая передача возбудителя отмечается после близкого контакта инфицированного КРС с овцами, козами и свиньями [31, 37]. У инфицированных вирусом ВД-БС беременных овец, коз, свиней и верблюдовых регистрируются аборты, мертворождения и рождение нежизнеспособного потомства [16, 36].

Все штаммы вируса ВД-БС обладают тератогенными свойствами. При вирусной диарее аборты у КРС происходят в разные периоды (18–45, 40–125, 125–175 сут) стельности [8, 23, 35, 38], что наносит значительный экономический ущерб животноводству, особенно мясному скотоводству [8, 33, 39–43]. В США ущерб, наносимый вирусной диареей, в среднем составляет 200 долл. на корову [44–46]. По данным ряда других исследователей, прямые экономические потери среди серонегативных коров составляют 88–687 долл./животное [2, 47], а потери на национальном уровне составляют от 10 до 40 млн долл. на 1 млн отелов [33, 48].

Вирусы ВД-БС в зависимости от способности вызывать цитопатический эффект в культуре клеток классифицируются на цитопатогенный и нецитопатогенный биотипы. Цитопатогенные изоляты ВД-БС вызывают гибель инфицированных клеток посредством апоптоза и индуцируют экспрессию интерферонов (IFN) [49–51]. Серологически оба биотипа вируса идентичны [29]. Два биотипа вируса ВД-БС тесно связаны с двумя принципиально разными формами инфекции у КРС – транзиторной у цитопатогенного и персистирующей у нецитопатогенного. Важно отметить, что цитопатогенность пестивируса не коррелирует с его вирулентностью, поскольку вирулентные изоляты возбудителя относятся к нецитопатическому биотипу [43, 52]. Нецитопатогенный вирус является наиболее распространенным природным биотипом.

Нецитопатогенный биотип вируса ВД-БС был обнаружен в пробах патологического материала от домашних и диких животных из фактически всех регионов мира, в том числе в Российской Федерации и сопредельных странах [1, 4, 6, 12, 14, 21, 28, 53–59]. В популяциях естественно-восприимчивых животных преобладание нецитопатогенного биотипа вируса ВД-БС выражено достаточно сильно (до 90% превалентности), что в большинстве случаев обусловлено способностью нецитопатогенного биотипа вызывать персистирующую инфекцию при внутриутробном инфицировании [60], которое в свою очередь приводит к рождению персистентно инфицированных телят – главного источника возбудителя в популяции, и способствует формированию стационарного неблагополучия по ВД-БС в хозяйстве. Укоренение в популяции хозяйства нецитопатогенного биотипа имеет больший эпизоотических эффект в силу большей вероятности трансплацентарной инфекции, абортов, развития персистентной инфекции плодов, а также острых иммуносупрессивных состояний поголовья при постнатальных формах инфекции [33, 45, 61].

Цитопатогенные биотипы вируса ВД-БС возникают из нецитопатогенных биотипов у персистентно инфицированных животных в результате рекомбинации РНК [62]. Одной из распространенных модификаций генома вируса ВД-БС для получения цитопатогенного биотипа является вставка фрагментов клеточного гена, например, вставки убиквитин- или убиквитин-подобных генов, которые могут сопровождаться или не сопровождаться дупликациями вирусного генома, включая область NS3 [63]. Установлено, что точечная мутация (Y2441C) в NS4B может менять биотип вируса ВД-БС с цитопатического на нецитопатический [26].

На молекулярном уровне цитопатогенные и нецитопатогенные изоляты вируса ВД-БС можно различить по неструктурным белкам в инфицированной клетке. В результате репликации цитопатогенного изолята вируса ВД-БС в инфицированной клетке образуются неструктурный белок NS3 вместе с белком NS2-NS3, тогда как при репликации нецитопатогенного изолята вируса может быть обнаружена только нерасщепленная форма неструктурного белка NS2-NS3 [7]. Особенностью репликации нецитопатогенных пестивирусов является строго регламентированное подавление расщепления неструктурного белка NS2-NS3, которое необходимо для сохранения фенотипа нецитопатогенного вируса, что является предпосылкой для возникновения персистирующих инфекций при внутриутробной инфекции, которая приводит к внутриутробному инфицированию телят [15, 64].

Инфицирование неиммунного КРС нецитопатогенным биотипом вируса ВД-БС приводит к острой инфекции с транзиторной виремией, которая начинается на 3-и сутки после заражения. Продолжительность составляет 10–14 сут, со следующими клиническими признаками: кратковременной транзитной лейкопенией (до 2880–3800 кл/мкл в течение 8–10 сут); лимфопенией и тромбоцитопенией; иммуносупрессией; абортами и диарей [23, 65–71]. У телят развивалась тяжелая тромбоцитопения (менее 5000 тромбоцитов/мкл) с геморрагиями после экспериментального заражения нецитопатогенным штаммом вируса ВД-БС, а в ряде случаев наступала их гибель [15]. Поражение мезентериальных лимфатических узлов и подслизистых ганглиев желудочно-кишечного тракта, а также нарушение нервной функции кишечника может быть причиной диареи при остром течении заболевания [28, 52]. Но у телят с титром 1 : 32 (5,0 log2) и выше вируснейтрализующих антител к вирусу ВД-БС тромбоцитопения практически не развивалась [20].

При остром течении заболевания КРС может полностью выздороветь через 3 нед [72]. Переболевший КРС обладает иммунитетом к возбудителю, но вирус может быть выявлен в мононуклеарных клетках периферической крови в течение 98 сут и более после выздоровления. Несмотря на это, считается, что животные в естественных условия маловероятно могут быть источниками возбудителя [37].

Попадание в организм КРС вируса ВД-БС сопряжено с накоплением его в местах первичной репликации (слизистые оболочки), поступлением его в кровеносную и лимфатическую системы, с последующим распространением и размножением во многих органах и тканях восприимчивого организма.

Иммуносупрессивное действие обоих биотипов вируса обусловлено прямым воздействием возбудителя на циркулирующие Т- и В-лимфоциты [73], разрушением инфицированных вирусом лимфоцитов Т-клетками [74] и апоптозом лимфоцитов в лимфатических узлах и лимфоидных тканях респираторного и пищеварительного тракта [75], подавлением фагоцитарной функции макрофагов [76]. В результате снижается способность иммунной системы реагировать на другие инфекционные агенты, что способствует развитию вторичных заболеваний или рецидиву имеющихся инфекций, не позволяет сформировать иммунный ответ на введение вакцины [73, 77].

Согласно результатам экспериментального назального заражения телят нецитопатогенным биотипом возбудителя ВД-БС, основными местами локализации вируса были: энтероциты, пейеровые бляшки, тимус, лимфатические узлы, селезенка, миндалины и печень [68, 78]. Возбудитель обладает выраженным тропизмом к быстро размножающимся клеткам эпителиальной ретикулоэндотелиальной системы, особенно к клеткам плода. Нецитопатические штаммы вируса обладают тропизмом к лейкоцитам, лимфоидным органам и дыхательным путям, в то время как цитопатические штаммы более ограничены пищеварительным трактом [79].

G. Seong и соавт., используя мышей в качестве биологической модели, показали, что нецитопатогенный изолят вируса ВД-БС 1-го генотипа и нецитопатогенный изолят вируса ВД-БС 2-го генотипа по-разному взаимодействуют с врожденным иммунным ответом [19]. Так, у мышей, инфицированных нецитопатогенным изолятом вируса ВД-БС 2-го генотипа, проточный цитометрический анализ выявил заметно меньшее количество CD4+- и CD8+-Т-лимфоцитов и более низкую экспрессию костимулирующих молекул CD80 (B7-1) и CD86 (B7-2) и главного комплекса гистосовместимости класса II, чем у мышей, инфицированных нецитопатогенным изолятом вируса ВД-БС 1-го генотипа. Выработка интерлейкина-6 и моноцитарного хемотаксического белка-1 была выше в плазме мышей, инфицированных нецитопатогенным изолятом вируса ВД-БС 2-го генотипа, чем при инфицировании изолятом вируса ВД-БС 1-го генотипа [19].

E. Peterhans и соавт. установили, что вирусные белки Npro и Erns участвуют в уклонении вируса от иммунного ответа у КРС при инфицировании [17, 80, 81]. Нецитопатогенный вирус ингибирует индукцию IFN I типа (α/β) посредством действия вирусной РНКазы (Erns) и N-концевой протеазы (Npro)[82]. Npro разрушает регуляторный фактор IFN III типа, таким образом ингибируя транскрипцию IFN-β и его противовирусную активность в соседних клетках [83]. Белок Erns связывается с двухцепочечной РНК и разрушает ее, предотвращая ее связывание с клетками и индукцию IFN [74, 84]. Предполагается, что вышеуказанная особенность патогенеза нецитопатогенных изолятов вируса ВД-БС обусловливает развитие персистентной инфекции.

Последствия внутриутробных инфекций ВД-БС сложны и зависят от возраста плода и времени инфицирования. В течение первых 18 дней стельности, пока эмбрион не прикреплен, его инфицирование не происходит. Заражение животных любым биотипом в период с 29-го по 41-й день стельности может привести к инфицированию эмбриона, его гибели и лизису [85]. Инфицирование в I триместр (с 40-го по 125-й дни) стельности нецитопатогенными вирусами ведет к виремии плода и иммунотолерантности. Инфицирование во II триместре (между 80-м и 150-м днями) стельности обоими биотипами может привести к аборту или тератогенным эффектам у плода, к которым относятся: атрофия мозжечка, дегенерация, брахигнатизм, образование псевдокист в головном мозге, а также в тимусе и костях [41, 65, 86]. Инфицирование плода вирусом ВД-БС на поздних сроках стельности (со 125-го дня) может приводить к транзиторной инфекции и адаптивному иммунному ответу у эмбриона. Происходит активная элиминация возбудителя, о чем свидетельствуют вируснейтрализующие антитела у телят после отела [87]. Телята при этом рождаются здоровые.

Экспериментальное заражение стельных коров цитопатогенным биотипом вируса ВД-БС в период между 63-м и 107-м днями стельности не приводило к рождению персистентно инфицированных телят, что свидетельствует о неспособности цитопатогенных биотипов вирусов ВД-БС вызывать персистирующую инфекцию, несмотря на инфицирование плода [60, 88]. Указанное выше свидетельствует о том, что в организме плода в ответ на инфицирование цитопатогенными изолятами возбудителя ВД-БС запускается комплекс реакций, которые подавляют его репликацию и не позволяют развиться персистентной инфекции. Одним из объяснений данного явления может быть индукция IFN I типа плодом при инфицировании цитопатогенным возбудителем, который находился в амниотической жидкости и селезенке плода [27, 50]. При исследовании инфицированных плодов было установлено, что цитопатогеный изолят вируса выделяется только из проб селезенки, что позволяет сделать предположение об ограниченной его репликации, в отличие от нецитопатогенного изолята, который был выделен не только из селезенки, но из амниотической жидкости [60].

Персистирующая инфекция возникает только при инфицировании плода нецитопатогенным биотипом вируса ВД-БС до формирования его иммунной системы. Инфицирование животных нецитопатогенным биотипом вируса ВД-БС в период с 25-го до 90-го дня стельности, в редких случаях на 18-й и 125-й дни [30, 89], приводит к рождению персистентно инфицированных телят.

При инфицировании плода нецитопатогенным вирусом ВД-БС не было обнаружено активности IFN I типа в амниотической жидкости животных, наблюдалась низкая активность в пробах селезенки через 5 и 7 сут после заражения, несмотря то что нецитопатегенный вирус реплицировался на более высоких уровнях, чем цитопатогенный [60]. Вышеизложенное указывает на то, что индукция IFN I типа существенно подавлена у плодов, инфицированных нецитопатогенным вирусом ВД-БС, по сравнению с плодами, инфицированными цитопатогенным вирусом [90]. Индукция IFN I типа при инфицировании цитопатогенным вирусом ВД-БС предотвращает развитие у плода иммунологической толерантности к нему, поэтому элиминация возбудителя происходит, когда плод становится иммунологически компетентным [77, 91].

Также возможным объяснением персистенции вируса ВД-БС является то, что инфицирование плода нецитопатогенным вирусом происходит на ранних стадиях стельности (< 125 дней), когда Т-клетки в тимусе плода отбираются на основе распознавания ими антигенов организма, что приводит к тому, что Т-клетки распознают антигены возбудителя как «собственные» антигены и, соответственно, формируется состояние, называемое иммунотолерантностью, при котором элементы адаптивной иммунной системы не реагируют на вирусные антигены и не выводят вирус из тканей плода [42, 92], что ведет к вирусоносительству [80] и постоянной виремии. Такие животные являются скрытыми источниками вируса, который они выделяют во внешнюю среду [81].

У персистено инфицированных нецитопатогенным вирусом ВД-БС животных возбудитель концентрируется с высокой вирусной нагрузкой в лимфатических узлах, эпителиальных и лимфоидных клетках желудочно-кишечного тракта, легких, коже, тимусе и головном мозге [93]. После рождения у персистентно инфицированных телят не вырабатываются антитела к вирусу и не происходит элиминации, поэтому в течение жизни, они выделяют значительное количество вируса с выделениями, включая молоко, сперму, слюну, выделения из носа, мочу, кровь и аэрозоли [66]. Телята могут быть клинически здоровыми, но отставать в развитии [22]. Основные физиологические параметры (температура, частота дыхания и сердцебиения) у персистентно инфицированных животных находятся в пределах нормы [94], но концентрация гормонов щитовидной железы значительно ниже, чем у здоровых телят [95]. У животных наблюдается снижение привесов, задержка в росте [96]. Часто наблюдаются хронические или рецидивирующие кишечные и/или легочные симптомы, однако в ряде случаев единственными признаками персистирующей инфекции являются дерматологические, неврологические или гематологические нарушения [97].

Персистентно инфицированные животные восприимчивы к вторичным заболеваниям, что свидетельствует о плохом иммунном ответе [96], и более восприимчивы к развитию респираторных и кишечных заболеваний, вызванных вирусами парагриппа-3, инфекционного ринотрахеита, респираторно-синцитиальной инфекции, рота- и коронавирусами, а также пастреллами и манхеймиями. В сочетании с восприимчивостью к заболеваниям слизистых оболочек это приводит к низкой выживаемости большинства персистентно инфицированных животных [33, 51]. Считается, что только 28% персистентно инфицированных телят доживает до 2-летнего возраста [98].

У персистентно инфицированного КРС в результате мутаций или рекомбинаций персистирующего нецитопатогенного вируса в цитопатогенный биотип развивается заболевание слизистых оболочек [14, 40, 99, 100] с клиническими с признаками их поражения, а также лимфоидной ткани, желудочно-кишечного тракта и с диареей [101]. Заболевание протекает в острой форме, при этом были описаны и единичные случаи хронического течения болезни [93]. В стадах, где циркулирует нецитопатогенный вирус ВД-БС, постинфекционные антитела регистрируются у 80% животных [29].

Заболевание может быть воспроизведено экспериментально суперинфекцией цитопатогенным штаммом вируса, антигенно гомологичным персистирующему нецитопатогенному штамму [14, 99, 102].

При заболевании слизистых оболочек цитопатогеный вирус первоначально локализуется в зародышевых центрах лимфатических узлов, миндалинах, лимфоидной ткани кишечника и пейеровых бляшек. Инфицирование клеток цитопатогенным вирусом приводит к апоптозу инфицированных клеток главным образом в пейеровых бляшках [75]. В дальнейшем возбудитель распространяется в эпителий желудочно-кишечного тракта [23, 93]. При поражении эпителия образуются эрозии и изъязвления с обнажением нижележащей соединительной ткани, что приводит к диарее, обезвоживанию с последующим осложнениям бактериальными инфекциями.

Цитопатогенный вирус способствует активации и дифференцировке моноцитов, но то же время ингибирует презентацию антигена Т-клеткам, что приводит к неконтролируемому воспалению и усилению виремии, и при этом одновременно ослабляет противовирусную защиту [103].

Основным путем распространения вируса ВД-БС в благополучные по заболеванию хозяйства являются:

  • прямые и непрямые контакты с больными и персистентно инфицированными животными;
  • введение в стада персистентно инфицированных животных;
  • использование инфицированного генетического материала;
  • использование контаминированных аттенуированных вакцин.

После заноса возбудителя вирусной диареи в стадо КРС распространение в популяции может происходить следующим образом:

  1. Возникновение у восприимчивых животных проходящих («транзитных») острых форм вирусной диареи и дальнейшая передача вируса другим животным. Животные с «транзитной» острой формой инфекции являются кратковременными и тупиковыми источниками вируса.
  2. Возникновение пожизненной персистентной инфекции у отдельных животных (не более чем у 1,5% в стаде) путем подавления их иммунной системы. Животные с персистентной формой инфекции представляют собой постоянный источник возбудителя в стаде, который играет основную роль в поддержании стационарного неблагополучия хозяйства. Эти животные выделяют во внешнюю среду с секретами и экскретами большое количество вируса на протяжении всей жизни, являются постоянным источником распространения возбудителя среди наивных животных и представляют собой наиболее важный резервуар, поддерживающий вирус в популяции [41, 62, 66]. Следовательно, фактически поголовный скрининг – это единственная эффективная диагностическая мера для их выявления.

Основополагающим пунктом программ контроля и ликвидации ВД-БС КРС являются диагностические исследования, которые предусматривают выявление и удаление персистентно инфицированных животных из инфицированных стад и последующий регулярный мониторинг, подтверждающий статус свободного от этой инфекции стада [104].

Для выявления персистентно инфицированных животных проводят выделение вируса из проб крови или индикацию вируса методами полимеразной цепной реакции (ПЦР) или иммуноферментного анализа [30]. С учетом наличия колостральных антител у телят до 3-месячного возраста, выделение вируса проводят из лейкоцитарных фракций цельной крови [105]. Диагноз на персистентную инфекцию устанавливают только при двукратных положительных результатах выделения вируса или обнаружении РНК в ПЦР в парных пробах крови или ее сыворотки [2, 32]. Методы диагностики и средства специфической профилактики вирусной диареи определены рекомендациями ВОЗЖ [3].

Контроль и ликвидации ВД-БС КРС в хозяйствах основывается на вакцинации, недопущении в стада и удалении персистентно инфицированных животных, соблюдении правил содержания КРС и общих мер биозащиты на предприятиях (сегрегация популяции и оборот стада, гигиена и санитария на фермах, контроль установленных режимов/процедур и управленческих решений) [104].

В РФ отсутствуют программы контроля ВД-БС на федеральном и региональных уровнях, а для иммунизации КРС широко используются инактивированные и живые вакцины отечественных и зарубежных производителей [106]. Для профилактики ВД-БС применяют аттенуированные, инактивированные вакцины и вакцины на основе генно-инженерных конструкций [107]. Цель вакцинации заключается в защите от острой инфекции нетелей и коров и от внутриутробного инфицирования плода. Считается, что идеальная вакцина должна обеспечивать предотвращение трансплацентарного инфицирования эмбриона.

Установлено, что профилактическая иммунизация стельных животных может обеспечить защиту плода от внутриутробного инфицирования и последующего развития персистентной инфекции [102, 108–110].

Использование аттенуированных вакцин для профилактики вирусных болезней КРС представляет значительный риск, поскольку такие вакцины могут быть контаминированы нецитопатогенным вирусом ВД-БС при производстве и являться потенциальным источником вируса ВД-БС для восприимчивых животных [106, 111]. Наибольшую опасность живые вакцины представляют для стельных коров из-за риска трансплацентарной инфекции [2, 32, 44, 60, 65, 79, 97, 112]. Так, 23 февраля 1999 г. Служба охраны здоровья животных Нидерландов рекомендовала немедленно прекратить иммунизацию маркерной вакциной против вируса герпеса КРС по причине вспышек ВД-БС на четырех молочных фермах. При выяснении причин появления у КРС клинических симптомов вирусной диареи было установлено, что партия вакцины была контаминирована возбудителем ВД-БС 2-го типа [113].

На данный момент для профилактики ВД-БС применяют модифицированные живые вакцины, которые хорошо защищают от клинического проявления заболевания, но профилактика внутриутробной инфекции и инфицирования телят при их введении считается неполной [102, 110]. Установлено, что иммунизация стельных телок контаминированной нецитопатогенным вирусом ВД-БС модифицированной живой вакциной против ВД-БС привела к инфицированию плодов у всех вакцинированных животных, кроме того, нецитопатогенный вирус ВД-БС передавался от иммунизированных животных невакцинированным телкам, вызывая внутриутробные инфекции [90, 111, 112].

Инактивированные противовирусные вакцины являются безопасными и рекомендованы для иммунизации КРС, в том числе и стельных коров. Однако при этом требуется проведение ревакцинации [40, 102, 113].

Заключение

Суммируя вышеизложенное, можно заключить, что основным источником и естественным резервуаром возбудителя ВД-БС в популяции КРС являются персистентно инфицированные животные, которые выделяют во внешнюю среду вирус, заражая восприимчивых животных, в связи с чем выявление их в стадах при тестировании и удаление является ключевым в борьбе за благополучие.

Все штаммы вируса вирусной диареи являются тератогенными.

Заболевание вирусной диареей может возникать как спонтанно в результате мутации нецитопатогенного штамма вируса у инфицированных животных, так при суперинфицировании животных с персистентной инфекцией цитопатогенным вирусом.

Живые животные, генетический материал и живые противовирусные вакцины, изготовленные с использованием контаминированных цитопатическим вирусом культур клеток, могут быть потенциальным источником вируса ВД-БС для восприимчивых животных.

Основной мерой борьбы с персистентной формой диареи и ее профилактики является выявление и удаление из стада персистентно инфицированных вирусоносителей, что достигается путем диагностического тестирования всех животных стада и регулярного мониторинга, подтверждающего статус стада, свободного от вирусной диареи. Исполнение мероприятия по биозащите предприятий содержащих КРС, будет способствовать профилактике распространения ВД-БС КРС в стадах РФ.

×

About the authors

Alexey V. Mishchenko

Federal Scientific Center VIEV

Email: studebaker@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-9752-6337

Doctor of Veterinary Sciences, Chief Researcher, All-Russian Research Institute of Experimental Veterinary Medicine named after K.I. Scriabin and Y.R. Kovalenko of the Russian Academy of Sciences, Moscow, Russia

Russian Federation, 109428, Moscow

Vladimir A. Mishchenko

Federal Scientific Center VIEV; Federal Animal Healthcare Center

Email: mishenko@arriah.ru
ORCID iD: 0000-0003-3751-2168

Professor, Doctor of Veterinary Sciences, Chief Researcher, All-Russian Research Institute of Experimental Veterinary Medicine named after K.I. Scriabin and Y.R. Kovalenko of the Russian Academy of Sciences, Moscow, Russia; Chief Researcher, Federal Animal Healthcare Center, Vladimir, Russia

Russian Federation, 109428, Moscow; 111622, Vladimir

Mikhail I. Gulyukin

Federal Scientific Center VIEV

Email: admin@viev.ru
ORCID iD: 0000-0002-7489-6175

Academician of RAS, Professor, Doctor of Veterinary Sciences, head of scientific direction All-Russian Research Institute of Experimental Veterinary Medicine named after K.I. Scriabin and Y.R. Kovalenko of the Russian Academy of Sciences, Moscow, Russia

Russian Federation, 109428, Moscow

Andrey S. Oganesyan

Federal Animal Healthcare Center

Email: oganesyan@arriah.ru
ORCID iD: 0000-0002-0061-5799

Candidate of Veterinary Sciences, Head of the Risk Analysis Sector, Federal Animal Healthcare Center, Vladimir, Russia

Russian Federation, 111622, Vladimir

Svetlana V. Alexeyenkova

Federal Scientific Center VIEV

Email: admin@viev.ru
ORCID iD: 0000-0001-9580-6047

Candidate of Biological Sciences, All-Russian Research Institute of Experimental Veterinary Medicine named after K.I. Scriabin and Y.R. Kovalenko of the Russian Academy of Sciences, Moscow, Russia

Russian Federation, 109428, Moscow

Alexey D. Zaberezhny

All-Russian Research and Technological Institution of Industry

Author for correspondence.
Email: zaberezhny@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-7635-2596

Corresponding Member of RAS, Doctor of Biological Sciences, All-Russian Research and Technological Institution of Industry, Moscow region, Biocombinata settlement, Russia

Russian Federation, 141142, Moscow region, Biocombinata settlement

Alexey М. Gulyukin

Federal Scientific Center VIEV

Email: admin@viev.ru
ORCID iD: 0000-0003-2160-4770

Corresponding Member of RAS, Doctor of Veterinary Sciences, Director, All-Russian Research Institute of Experimental Veterinary Medicine named after K.I. Scriabin and Y.R. Kovalenko of the Russian Academy of Sciences, Moscow, Russia

Russian Federation, 109428, Moscow

References

  1. Alekseenkova S.V., Yurov K.P., Gal’nbek T.V., Kalita I.A., Yurov K.P. Cell cultures control contamination by bovine viral diarrhea virus is the necessary condition for biology drugs production. Rossiyskiy sel’skokhozyaystvennyy zhurnal. Sel’skokhozyaystvennye zhivotnye. 2013; (1): 15–8. https://elibrary.ru/pyednf (in Russian)
  2. Aliper T.I., Verkhovskaya A.E., Verkhovskiy O.A. Viral diarrhea of cattle. In: L’vov D.K., ed. Guide to Virology: Viruses and Viral Infections of Humans and Animals [Rukovodstvo po virusologii: Virusy i virusnye infektsii cheloveka i zhivotnykh]. Moscow: Meditsinskoe informatsionnoe agentstvo; 2013: 890–6. (in Russian)
  3. Blokhin A.A., Molev A.I. Clinical and morphological manifestation of cattle virus diarrhea in newborn calves. Agrarnaya nauka Evro-Severo-Vostoka. 2013; (6) 42–6. https://elibrary.ru/rknyyv (in Russian)
  4. Nefedchenko A.V., Koteneva S.V., Glotova T.I., Glotov A.G. Detection of bovine pestiviruses by a multiplex real-time polymerase chain reaction. Voprosy virusologii. 2020; 65(2): 95–102. https://doi.org/10.36233/0507-4088-2020-65-2-95-102 https://elibrary.ru/rddyvy (in Russian)
  5. Glotov A.G., Glotova T.I., Nefedchenko A.V., Koteneva S.V. Genetic diversity and distribution of bovine pestiviruses (Flaviviridae; Pestivirus) in the world and in the Russian Federation. Voprosy virusologii. 2022; 67(1): 18–26. https://doi.org/10.36233/0507-4088-96 https://elibrary.ru/volumf (in Russian)
  6. Glotov A.G., Glotova T.I. Impact of bovine viral diarrhoea virus to fertility in cattle. Veterinariya. 2015; (4): 3–8. https://elibrary.ru/tolyrt (in Russian)
  7. Glotov A.G., Glotova T.I. Strategy and control principles of bovine viral diarrhea. Veterinariya. 2018; (8): 3–12. https://doi.org/10.30896/004224846.2018.21.8.03212 https://elibrary.ru/xvlrzb (in Russian)
  8. Glotov A.G., Glotova T.I., Zaytsev Yu.N., P’yankov O.V., Sergeev A.N., Gulyukin M.I. Pathogenicity of noncytophatic isolates of bovine viral diarrhea virus in experimentally infected seronegative calves. Voprosy virusologii. 2014; 59(4): 46–9. https://elibrary.ru/sxuxkf (in Russian)
  9. Glotov A.G., Glotova T.I., Semenova O.V., Koteneva S.V., Sergeev A.A., Sergeev A.N. Pathogenicity isolates from different biotypes of bovine viral diarrhea virus in experimentally infected seronegative calves. Rossiyskiy veterinarnyy zhurnal. Sel’skokhozyaystvennye zhivotnye. 2015; (1): 19–22. https://elibrary.ru/tilnnf (in Russian)
  10. Glotov A.G., Glotova T.I., Yuzhakov A.G., Ivanov E.V. Viral diarrhea is a disease of the mucous membranes of cattle. In: Aliper T.I., ed. Topical Infectious Diseases of Cattle: Handbook [Aktual’nye infektsionnye bolezni krupnogo rogatogo skota: Rukovodstvo]. Moscow: Sel’skokhozyaystvennye tekhnologii; 2021: 291–324. https://doi.org/10.31016/viev-2020-6 https://elibrary.ru/qxnytt (in Russian)
  11. Glotov A.G., Glotova T.I., Yuzhakov A.G., Zaberezhnyy A.D., Aliper T.I. Isolation of noncytopathogenic genotype 2 bovine viral diarrhea virus from the cattle mucosa in the Russian Federation. Voprosy virusologii. 2009; 54(5): 43–7. https://elibrary.ru/lajykf (in Russian)
  12. Glotov A.G., Nikonova A.A., Koteneva S.V., Glotov A.G. The means of combating persistent infection of viral diarrhea. Sibirskiy vestnik sel’skokhozyaystvennoy nauki. 2019; 49(2): 49–56. https://doi.org/10.26898/0370-8799-2019-2-6 https://elibrary.ru/zhfukt (in Russian)
  13. Gulyukin M.I., Yurov K.P., Glotov A.G., Donchenko N.A. Bovine viral diarrhea control in Russian Federation. Voprosy virusologii. 2013; 58(6): 13–8. https://elibrary.ru/rpbqup (in Russian)
  14. Dubanevich O.V. Viral diarrhea is a disease of the mucous membranes of cattle (review). Epizootologiya, immunologiya, farmakologiya i sanitariya. 2012; (3): 13–21. (in Russian)
  15. Dubanevich O.V., Tyapsha Yu. Detection and genetic typing (by region 5’-UTR) of isolates of bovine viral diarrhea virus circulating in the territory of the Republic of Belarus. Epizootologiya, immunologiya, farmakologiya i sanitariya. 2021; (2): 7–11. https://doi.org/10.47612/2224-168X-2021-2-7-11 https://elibrary.ru/uiedov (in Russian)
  16. Mishchenko V.A., Chernykh O.Yu., Mishchenko A.V., Yakubenko E.V., Dumova V.V. Antibody prevalence to bovine viral diarrhea virus in ruminant sera. Veterinariya Kubani. 2012; (5): 19–20. https://elibrary.ru/pfxhlx (in Russian)
  17. Koteneva S.V., Nefedchenko A.V., Glotova T.I., Glotov A.G. Genetic polymorphism of the bovine viral diarrhea viruses in big dairy farms in Siberia. Sel’skokhozyaystvennaya biologiya. 2018; 53(6): 1238–46. https://doi.org/10.15389/agrobiology.2018.6.1238rus https://elibrary.ru/yyfqkl (in Russian)
  18. Mikhaylova V.V., Lobova T.P., Shishkina M.S., Skvortsova A.N. Analysis of the results of epizootic monitoring of viral diarrhea – a disease of mucous membranes in cattle in the Russian Federation according to the reporting of 4-vet for 2020. Agrarnaya nauka. 2021; 354(11-12): 36–9. https://doi.org/10.32634/0869-8155-2021-354-11-12-36-39 (in Russian)
  19. Nefedchenko A.V., Glotov A.G., Glotova T.I., Kungurtseva O.V. Detection of cattle persistently infected by bovine viral diarrhea virus with PCR. Veterinariya. 2011; (12): 21–5. https://elibrary.ru/oouolv (in Russian)
  20. Nefedchenko A.V., Koteneva S.V., Glotova T.I., Glotov A.G. Monitoring of infection of the semen of bulls with viruses on the artificial insemination center. Veterinariya. 2022; (9): 18–23. https://doi.org/10.30896/0042-4846.2022.25.9.18-23 https://elibrary.ru/njavrn (in Russian)
  21. Chernykh O.Yu., Mishchenko A.V., Mishchenko V.A., Krivonos R.A., Drobin Yu.D., Lysenko A.A. Problem of antiviral vaccines’ contamination in the world and in Russia. Veterinariya Kubani. 2019; (3): 3–6. https://elibrary.ru/zjdbfu (in Russian)
  22. Chernykh O.Yu., Shevchenko A.A., Dzhailidi G.A., Mishchenko V.A., Mishchenko A.V., Shevkoplyas V.N. Problems of viral diarrhea in cattle. Trudy Kubanskogo gosudarstvennogo agrarnogo universiteta. 2016; 58(1): 195–8. https://elibrary.ru/whwkcb (in Russian)
  23. Shilova E.N. Elimination of cattle viral diarrhea in dairy herds as a measure of reproductive potential. Voprosy normativno-pravovogo regulirovaniya v veterinarii. 2019; (4): 45–7. https://doi.org/10.17238/issn2072-6023.2019.4.45 https://elibrary.ru/bonxoa (in Russian)
  24. Yuzhakov A.G., Ustinova G.I., Glotov A.G., Glotova T.I., Nefedchenko A.V., Kungurtseva O.V., et al. phylogenetic Analysis of noncytopathogenic isolates of cattle BVD virus. Veterinariya. 2009; (6): 29–32. https://elibrary.ru/kwzdpt (in Russian)
  25. Yurov G.K., Alekseenkova S.V., Dias-Khimenes K.A., Neutroev M.P., Yurov K.P. Antigenicity of noncytopathogenic strains of bovine viral diarrhea virus. Rossiyskiy veterinarnyy zhurnal. Sel’skokhozyaystvennye zhivotnye. 2013; (2): 24–6. https://elibrary.ru/rxglhp (in Russian)
  26. Agapov E.V., Murray C.L., Frolov I., Qu L., Myers T.M., Rice C.M. Uncleaved NS2-3 is required for production of infectious bovine viral diarrhea virus. J. Virol. 2004; 78(5): 2414–25. https://doi.org/10.1128/jvi.78.5.2414-2425.2004
  27. Bachofen C., Braun U., Hilbe M., Ehrensperger F., Stalder H., Peterhans E. Clinical appearance and pathology of cattle persistently infected with bovine viral diarrhoea virus of different genetic subgroups. Vet. Microbiol. 2010; 141(3-4): 258–67. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2009.09.022.
  28. Bachofen C., Vogt H-R., Stalder H., Mathys T., Zanoni R., Hilbe M., et al. Persistent infections after natural transmission of bovine viral diarrhea virus from cattle to goats and among goats. Vet. Res. 2013; 44(1): 32. https://doi.org/10.1186/1297-9716-44-32
  29. Baigent S.J., Goodbourn S., McCauley J.W. Differential activation of interferon regulatory factors-3 and -7 by non-cytopathogenic and cytopathogenic bovine viral diarrhoea virus. Vet. Immunol. Immunopathol. 2004; 100(3-4): 135–44. https://doi.org/10.1016/j.vetimm.2004.04.003
  30. Baigent S.J., Zhang G., Fray M.D., Flick-Smith H., Goodbourn S., McCauley J.W. Inhibition of beta interferon transcription by noncytopathogenic bovine viral diarrhea virus is through an interferon regulatory factor 3-dependent mechanism. J. Virol. 2002; 76(18): 8979–88. https://doi.org/10.1128/jvi.76.18.8979-8988.2002
  31. Baker J.C. The clinical manifestations of bovine viral diarrhoea infection. Vet. Clin. North Am. Food Anim. Pract. 1995; 11(3): 425–46. https://doi.org/10.1016/s0749-0720(15)30460-6
  32. Barkema H.W., Bartek C.J., Van Wuyckhuise L., Hesselink J.W., Holzhauer M., Weber M.F., et al. Outbreak of bovine virus diarrhea on Dutch dairy farms induced by bovine herpesvirus 1 marker vaccine contaminated with bovine virus diarrhea virus type 2. Tijdschr. Diergeneeskd. 2001; 126(6): 158–65. (in Dutch)
  33. Becher P., Tautz N. RNA recombination in pestiviruses: Cellular RNA sequences in viral genomes highlight the role of host factors for viral persistence and lethal disease. RNA Biol. 2011; 8(2): 216–24. https://doi.org/10.4161/rna.8.2.14514
  34. Becher P., Orlich M., Thiel H.J. RNA recombination between persisting pestivirus and a vaccine strain: generation of cytopathogenic virus and induction of lethal disease. J. Virol. 2001; 75(14): 6256–64. https://doi.org/10.1128/jvi.75.14.6256-6264.2001
  35. Blanchard P.C., Ridpath J.F., Walker J.B., Hietala S.K. An outbreak of late-term abortions, premature births, and congenital deformities associated with a bovine viral diarrhea virus 1 subtype b that induces thrombocytopenia. J. Vet. Diagn. Invest. 2010; 22(1): 128–31. https://doi.org/10.1177/104063871002200127
  36. Booth R.E., Brownlie J. Establishing a pilot bovine viral diarrhoea virus eradication scheme in Somerset. Vet. Rec. 2012; 170(3): 73. https://doi.org/10.1136/vr.100191
  37. Chapter 3.4.7. Bovine viral diarrhea. In: Manual of Standards for Diagnostic and Vaccines for Terrestrial Animals. WOAH Terrestrial Manual; 2018: 1075–96.
  38. Braun U., Thür B., Weiss M., Giger T. Bovine virus diarrhea/mucosal disease in cattle--clinical findings in 103 calves and cattle. Schweiz. Arch. Tierheilkd. 1996; 138(10): 465–75. (in German)
  39. Brock K.V., Cortese V.S. Experimental fetal challenge using type II bovine viral diarrhea virus in cattle vaccinated with modified-live virus vaccine. Vet. Ther. 2001; 2(4): 354–60.
  40. Brock K.V. The many faces of bovine viral diarrhoea virus. Vet. Clin. North Am. Food Anim. Pract. 2004; 20(1): 1–3. https://doi.org/10.1016/j.cvfa.2003.12.002
  41. Brown T.T., DeLahunta A., Bistner S.I., Scott F.W., McEntee K. Pathogenetic studies of infection of the bovine fetus with bovine viral diarrhea virus. I. Cerebellar atrophy. Vet. Pathol. 1974; 11(6): 486–505. https://doi.org/10.1177/030098587401100604
  42. Brownlie J., Clarke M.C., Howard C.J. Experimental infection of cattle in early pregnancy with a cytopathic strain of bovine virus diarrhea virus. Res. Vet. Sci. 1989; 46(3): 307–11.
  43. Brownlie J., Clarke M.C., Howard C.J. Experimental production of fatal mucosal disease in cattle. Vet. Rec. 1984; 114(22): 535–6. https://doi.org/10.1136/vr.114.22.535
  44. Brownlie J., Clarke M.C., Howard C.J., Pocock D.H. Pathogenesis and epidemiology of bovine virus diarrhoea infection of cattle. Ann. Rech. Vet. 1987; 18(2): 157–66.
  45. Charleston B., Fray M.D., Baigent S., Carr B.V., Morrison W.I. Establishment of persistent infection with non-cytopathic bovine viral diarrhea virus in cattle is associated with a failure to induce type I interferon. J. Gen. Virol. 2001; 82(Pt. 8): 1893–7. https://doi.org/10.1099/0022-1317-82-8-1893
  46. Chase C.C.L. The impact of BVDV infection on adaptive immunity. Biologicals. 2013; 41(1): 52–60. https://doi.org/10.1016/j.biologicals.2012.09.009
  47. Chen Z., Rijnbrand R., Jangra R.K., Devaraj S.G., Qu L., Ma Y., et al. Ubiquitination and proteasomal degradation of interferon regulatory factor-3 induced by Npro from a cytopathic bovine viral diarrhea virus. Virology. 2007; 366(2): 277–92. https://doi.org/10.1016/j.virol.2007.04.023
  48. Chi S., Chen S., Jia W., He Y., Ren L., Wang X. Non-structural proteins of bovine viral diarrhea virus. Virus Genes. 2022; 58(6): 491–500. https://doi.org/10.1007/s11262-022-01914-8
  49. Collins M.E., Heaney J., Thomas C.J., Brownlie J. Infectivity of pestivirus following persistence of acute infection. Vet. Microbiol. 2009; 138(3-4): 289–96. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2009.04.022
  50. Constable P.D., Hull B.L., Wicks J.R., Myer W. Femoral and tibial fractures in a newborn calf after transplacental infection with bovine viral diarrhea virus. Vet. Rec. 1993; 132(15): 383–5. https://doi.org/10.1136/vr.132.15.383
  51. Cortese V.S., Grooms D.L., Ellis J., Bolin S.R., Ridpath J.F., Brock K.V. Protection of pregnant cattle and their fetuses against infection with bovine viral diarrhea virus type 1 by use of a modified-live virus vaccine. Am. J. Vet. Res. 1998, 59(11): 1409–13.
  52. Deregt D., Loewen K.G. Bovine viral diarrhea virus: biotypes and disease. Can. Vet. J. 1995; 36(6): 371–8.
  53. Ficken M.D., Ellsworth M.A., Tucker C.M., Cortese V.S. Effects of modified-live bovine viral diarrhea virus vaccines containing either type 1 or types 1 and 2 BVDV on heifers and their offspring after challenge with noncytopathic type 2 BVDV during gestation. J. Am. Vet. Med. Assoc. 2006; 228(10): 1559–64. https://doi.org/10.2460/javma.228.10.1559
  54. Fulton R.W., Cook B.J., Payton M.E., Burge L.J., Step D.L. Immune response to bovine viral diarrhea virus (BVDV) vaccines detecting antibodies to BVDV subtypes 1a, 1b, 2a, and 2c. Vaccine. 2020; 38(24): 4032–7. https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2020.03.058
  55. Fulton R.W., Whitley E.M., Johnson B.J., Ridpath J.F., Kapil S., Burge L.J., et al. Prevalence of bovine viral diarrhea virus (BVDV) in persistently infected cattle and BVDV subtypes in affected cattle in beef herds in south central United States. Can. J. Vet. Res. 2009; 73(4): 283–91.
  56. Fulton R.W., Saliki J.T., Confer A.W., Burge L.J., d’Offay J.M., Helman R.G., et al. Bovine viral diarrhea virus cytopathic and noncytopathic biotypes and type 1 and 2 genotypes in diagnostic laboratory accessions: clinical and necropsy samples from. J. Vet. Diagn. Invest. 2000; 12(1): 33–8. https://doi.org/10.1177/104063870001200106
  57. García-Sastre A. Ten strategies of interferon evasion by viruses. Cell Host Microbe. 2017; 22(2): 176–84. https://doi.org/10.1016/j.chom.2017.07.012
  58. Glotov A.G., Koteneva S.V., Glotova T.I., Tregubchak T.V., Maksyutov R.A. Molecular epidemiology of bovine viral diarrhea virus on the big dairy farms in Siberia. Veterinariya. 2018; (12): 14–20. https://elibrary.ru/zvmhpj (in Russian)
  59. Grooms D.L. Reproductive consequences of infection with bovine viral diarrhea virus. Vet. Clin. North Am. Food Anim. Pract. 2004; 20(1): 5–19. https://doi.org/10.1016/j.cvfa.2003.11.006
  60. Hanon J., van der Stede Y., Antonissen A., Mullender C., Tignon M., van den Berg T., et al. Distinction between persistent and transient infection in a bovine viral diarrhea control programme: appropriate interpretation of real-time RT-PCR and antigen-ELISA test result. Transbound. Emerg. Dis. 2014; 61(2): 156–62. https://doi.org/10.1111/tbed.12011
  61. Hansen T.R., Smirnova N.P., Webb B.T., Bielefeldt-Ohmann H., Sacco R.E., Van Campen H. Innate and adaptive immune responses to in utero infection with bovine viral diarrhea virus. Anim. Health Res. Rev. 2015; 16(1): 15–26. https://doi.org/10.1017/s1466252315000122
  62. Houe H. Epidemiological features and economic importance of bovine virus diarrhea virus (BVDV) infection. Vet. Microbiol. 1999; 64(2-3): 89–107. https://doi.org/10.1016/s0378-1135(98)00262-4
  63. Houe H. Survivorship of animals persistently infected with bovine virus diarrhea virus (BVDV). Prev. Vet. Med. 1993; 15(4): 275–83. https://doi.org/10.1016/0167-5877(93)90099-F
  64. Houe H., Lindberg A., Moennig V. Test strategies in bovine viral diarrhea virus control eradication campaigns in Europe. J. Vet. Diagn. Invest. 2006; 18(5): 427–36. https://doi.org/10.1177/104063870601800501
  65. Houe Н. Economic impact of BVDV infection in dairies. Biologicals. 2003; 31(2): 137–43. https://doi.org/10.1016/s1045-1056(03)00030-7
  66. Howard C.J. Immunological responses to bovine virus diarrhea virus infections. Rev. Sci. Tech. 1990; 9(1): 95–103. https://doi.org/10.20506/rst.9.1.488
  67. Knapek K.J., Georges H.M., Van Campen H., Bishop J.V., Bielefeldt-Ohmann H., Smirnova N.P., et al. Fetal lymphoid organ immune responses to transient and persistent infection with bovine viral diarrhea virus. Viruses. 2020; 12(8): 816. https://doi.org/10.3390/v12080816
  68. Kümmerer B.M., Stoll D., Meyers G. Bovine viral diarrhea virus strain Oregon: a novel mechanism for processing of NS2-3 based on point mutations. J. Virol. 1998; 72(5): 4127–38. https://doi.org/10.1128/jvi.72.5.4127-4138.1998
  69. Lanyon S.R., Hill F.I., Reichel M.P., Brownlie J. Bovine viral diarrhea: pathogenesis and diagnosis. Vet. J. 2014; 199(2): 201–9. https://doi.org/10.1016/j.tvjl.2013.07.024
  70. Larsson B., Tråvén M., Hultén C., Hård af Segerstad C., Belák K., Alenius S. Serum concentrations of thyroid hormones in calves with a transient or persistent infection with bovine viral diarrhoea virus. Res. Vet. Sci. 1995; 58(2): 186–9. https://doi.org/10.1016/0034-5288(95)90075-6
  71. Lee S.R., Nanduri B., Pharr G.T., Stokes J.V., Pinchuk L.M. Bovine viral diarrhoea virus infection affects the expression of proteins related to professional antigen presentation in bovine monocytes. Biochim. Biophys. Acta. 2009; 1794(1): 14–22. https://doi.org/10.1016/j.bbapap.2008.09.005
  72. Liebler E.M., Küsters C., Pohlenz J.F. Experimental mucosal disease in cattle: changes of lymphocyte subpopulations in Peyer’s patches and in lymphoid nodules of large intestine. Vet. Immunol. Immunopathol. 1995; 48(3-4): 233–48. https://doi.org/10.1016/0165-2427(95)05440-h
  73. Liebler-Tenorio E.M., Greiser-Wilke I., Pohlenz J.F. Organ and tissue distribution of the antigen of the cytopathogenic bovine virus diarrhea virus in the early and advanced phase of experimental mucosal disease. Arch. Virol. 1997; 142(8): 1613–34. https://doi.org/10.1007/s007050050184
  74. Liebler-Tenorio E.M., Lanwehr A., Greiser-Wilke I., Loehr B.I., Pohlenz J. Comparative investigation of tissue alterations and distribution of BVD-viral antigen in cattle with early onset versus late onset mucosal disease. Vet. Microbiol. 2000; 77(1-2): 163–74. https://doi.org/10.1016/s0378-1135(00)00273-x
  75. Liebler-Tenorio E.M., Ridpath J.F., Neill J.D. Distribution of viral antigen and tissue lesions in persistent and acute infection with the homologous strain of noncytopathic bovine viral diarrhoea virus. J. Vet. Diagn. Invest. 2004; 16(5): 388–96. https://doi.org/10.1177/104063870401600504
  76. Magouras I., Mätzener P., Rümenapf T., Peterhans E., Schweizer M. RNase-dependent inhibition of extracellular, but not intracellular, dsRNA-induced interferon synthesis by Erns of pestiviruses. J. Gen. Virol. 2008; 89(Pt. 10): 2501–6. https://doi.org/10.1099/vir.0.2008/003749-0
  77. Makoschey B., Janssen M.G., Vrijenhoek M.P., Korsten J.H., Marel P. An inactivated bovine virus diarrhea virus (BVDV) type 1 vaccine affords clinical protection against BVDV type 2. Vaccine. 2001; 19(23-24): 3261–8. https://doi.org/10.1016/s0264-410x(01)00003-2
  78. Marshall D.J., Moxley R.A., Kelling C.L. Distribution of virus and viral-antigen in specific pathogen-free calves following inoculation with noncytopathic bovine viral diarrhea virus. Vet. Pathol. 1996; 33(3): 311–8. https://doi.org/10.1177/030098589603300308
  79. McGowan M.R., Kirkland P.D., Richards S.G., Littlejohns I. Increased reproductive losses in cattle infected with bovine pestivirus around the time of insemination. Vet. Rec. 1993; 133(2): 39–43. https://doi.org/10.1136/vr.133.2.39
  80. Meyers G., Thiel H.J. Molecular characterization of pestiviruses. Adv. Virus Res. 1996; 47: 53–118. https://doi.org/10.1016/s0065-3527(08)60734-4
  81. Moennig V., Becher P. Control of bovine viral diarrhea. Pathogens. 2018; 7(1): 29. https://doi.org/10.3390/pathogens7010029
  82. Müller-Doblies D., Arquint A., Schaller P., Heegaard P.M., Hilbe M., Albini S., et al. Innate immune responses of calves during transient infection with a noncytopathic strain of bovine viral diarrhea virus. Clin. Diagn. Lab. Immunol. 2004; 11(2): 302–12. https://doi.org/10.1128/cdli.11.2.302-312.2004
  83. Nettleton P.F., Entrican G. Ruminant pestiviruses. Br. Vet. J. 1995; 151(6): 615–42. https://doi.org/10.1016/s0007-1935(95)80145-6
  84. Nilson S.M., Workman A.M., Sjeklocha D., Brodersen B., Grotelueschen D.M., Petersen J.L. Upregulation of the type I interferon pathway in feedlot cattle persistently infected with bovine viral diarrhea virus. Virus Res. 2020; 278: 197862. https://doi.org/10.1016/j.virusres.2020.197862
  85. Palomares R.A., Marley S.M., Givens M.D., Gallardo R.A., Brock K.V. Bovine viral virus fetal persistent infection after immunization with a contaminated modified-live virus vaccine. Theriogenology. 2013; 79(8): 1184–95. https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2013.02.017
  86. Passler T., Walz H., Ditchkoff S., van Santen E., Brock K.V., Walz P.H. Distribution of bovine viral diarrhea virus antigen in persistently infected white tailer deer (Odocoileus virginianus). J. Comp. Pathol. 2012; 147(4): 433–51. https://doi.org/10.1016/j.jcpa.2012.02.008
  87. Patel J., Shilleto R., Williams J., Alexander D.C. Prevention of transplacental infection of bovine foetus by bovine viral diarrhoea virus through vaccination. Arch. Virol. 2002; 147(12): 2453–63. https://doi.org/10.1007/s00705-002-0878-3
  88. Pedrera M., Gómez-Villamandos J.C., Molina V., Risalde M.A., Rodriguez-Sanchez B., Sanchez-Cordon P.J. Quantification and determination of spread mechanisms of bovine viral diarrhoea virus in blood and tissues from colostrum-deprived calves during an experimental acute infection induced by a non-cytopathic genotype 1 strain. Transbound. Emerg. Dis. 2011; 59(5): 377–84. https://doi.org/10.1111/j.1865-1682.2011.01281.x
  89. Pedrera M., Gómez-Villamandos J.C., Risalde M.A., Molina V., Sanchez-Cordon P.J. Characterization of apoptosis pathways (intrinsic and extrinsic) in lymphoid tissues of calves inoculated with non-cytopathic bovine viral diarrhea virus genotype 1. J. Comp. Pathol. 2012; 146(1): 30–9. https://doi.org/10.1016/j.jcpa.2011.03.015
  90. Peterhans E., Bachofen C., Stalder H., Schweizer M. Cytopathic bovine viral diarrhea viruses (BVDV): emerging pestiviruses doomed to extinction. Vet. Res. 2010; 41(6): 44. https://doi.org/10.1051/vetres/2010016
  91. Peterhans E., Jungi T.W., Schweizer M. BVDV and innate immunity. Biologicals. 2003, 31(2): 107–12. https://doi.org/10.1016/s1045-1056(03)00024-1
  92. Peterhans E., Jungi T.W., Schweizer M. How the bovine viral diarrhea virus outwits the immune system. Dtsch. Tierarztl. Wochenschr. 2006; 113(4): 124–9. (in German)
  93. Peterhans E., Schweizer M. Pestiviruses: How to outmaneuver your hosts. Vet. Microbiol. 2010; 142(1-2): 18–25. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2009.09.038
  94. Peterhans E., Schweizer M. BVDV: A pestivirus inducing tolerance of the innate immune response. Biologicals. 2013; 41(1): 39–51. https://doi.org/10.1016/j.biologicals.2012.07.006
  95. Pinior B., Firth C.L., Richter V., Lebl K., Trauffler M., Dzieciol M., et al. A systematic review of financial and economic assessments of bovine viral diarrhea virus (BVDV) prevention and mitigation activities worldwide. Prev. Vet. Med. 2017; 137(Pt. A): 77–92. https://doi.org/10.1016/j.prevetmed.2016.12.014
  96. Potgieter L.N. Immunology of bovine viral diarrhea virus. Vet. Clin. North Am. Food Anim. Pract. 1995; 11(3): 501–20. https://doi.org/10.1016/s0749-0720(15)30464-3
  97. Potgieter L.N. Immunosuppression in cattle because of bovine viral diarrhea virus infection. Agri. Pract. 1988; (9): 7–14.
  98. Qu L., McMullan L.K., Rice C.M. Isolation and characterization of noncytopathic pestivirus mutants reveals a role for nonstructural protein NS4B in viral cytopathogenicity. J. Virol. 2001; 75(22): 10651–62. https://doi.org/10.1128/jvi.75.22.10651-10662.2001
  99. Quinn H.E., Windsor P.A., Kirkland P.D., Ellis T.J. An outbreak of abortion in a dairy herd associated with Neospora caninum and bovine pestivirus infection. Aust. Vet. J. 2004; 82(1-2): 99–101. https://doi.org/10.1111/j.1751-0813.2004.tb14656.x
  100. Ridpath J.F. Bovine viral diarrhea virus: global status. Vet. Clin. North Am. Food. Anim. Pract. 2010; 26(1): 105–21. https://doi.org/10.1016/j.cvfa.2009.10.007
  101. Ridpath J.F., Neill J.D., Peterhans E. Impact of variation in acute virulence of BVDV1 strains on design of better vaccine efficacy challenge models. Vaccine. 2007; 25(47): 8058–66. https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2007.09.014
  102. Rinaldo C.R. Jr, Isackson D.W., Overall J.C., Glasgow L.A., Brown T.T., Bistner S.I., et al. Fetal and adult bovine interferon production during bovine viral diarrhea virus infection. Infect. Immun. 1976; 14(3): 660–6. https://doi.org/10.1128/iai.14.3.660-666.1976
  103. Sauter-Louis C.M., Staubach C., Reichmann F., Stoll A., Rademacher G., Cussler K., et al. Spatial distribution and incidence of bovine neonatal pancytopenia in Bavaria, Germany. BMC Vet. Res. 2020; 16(1): 155. https://doi.org/10.1186/s12917-020-02371-x
  104. Schweizer M., Matzener P., Pfaffen G., Stalder H., Peterhans E. “Self” and “nonself” manipulation of interferon defense during persistent infection: bovine viral diarrhea virus resists alpha/beta interferon without blocking antiviral activity against unrelated viruses replicating in its host cells. J. Virol. 2006; 80(14): 6926–35. https://doi.org/10.1128/JVI.02443-05
  105. Seong G., Lee J.S., Lee K.H., Shin S.U., Yoon J.Y., Choi K.S. Noncytopathic bovine viral diarrhea virus 2 impairs virus control in a mouse model. Arch. Virol. 2016; 161(2): 395–403. https://doi.org/10.1007/s00705-015-2665-y
  106. Tautz N., Tews B.A., Meyers G. The molecular biology of pestiviruses. Adv. Virus Res. 2015; 93: 47–160. https://doi.org/10.1016/bs.aivir.2015.03.002
  107. Taylor L.F., Janzen E.D., Ellis J.A., van den Hurk J.V., Ward P. Performance, survival, necropsy, and virological findings from calves persistently infected with the bovine viral diarrhea virus originating from a single Saskatchewan beef herd. Can. Vet. J. 1997; 38(1): 29–37.
  108. Voges H., Young S., Nash M. Direct adverse effects of persistent BVDv infection in dairy heifers – A retrospective case control study. VetScript. 2006; 19(8): 22–5.
  109. Walz P.H., Grooms D.L., Passler T., Ridpath J.F., Tremblay R., Step D.L., et al. Control of bovine viral diarrhea virus in ruminants. J. Vet. Intern. Med. 2010; 24(3): 476–86. https://doi.org/10.1111/j.1939-1676.2010.0502.x
  110. Webb B.T., Norrdin R.W., Smirnova N.P., Van Campen H., Weiner C.M., Antoniazzi A.Q., et al. Bovine viral diarrhea virus cyclically impairs long bone trabecular modeling in experimental persistently infected fetuses. Vet. Pathol. 2012; 49(6): 930–40. https://doi.org/10.1177/0300985812436746
  111. Wilhelmsen C.L., Bolin S.R., Ridpath J.F., Cheville N.F., Kluge J.P. Experimental primary postnatal bovine viral diarrhea viral infections in six-month-old calves. Vet. Pathol. 1990; 27(4): 235–43. https://doi.org/10.1177/030098589002700404
  112. Woodardt L. BVD virus associated with outbreaks of abortion, stillbirths and weak calves. Vet. Med. 1994; (4): 379–84.
  113. Yeşilbağ K., Alpay G., Becher R. Variability and global distribution of subgenotypes of bovine viral diarrhea virus. Viruses. 2017; 9(6): 128. https://doi.org/10.3390/v9060128

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download

Copyright (c) 2023 Mishchenko A.V., Mishchenko V.A., Gulyukin M.I., Oganesyan A.S., Alexeyenkova S.V., Zaberezhny A.D., Gulyukin A.М.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС77-77676 от 29.01.2020.


This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies