Выявление и характеризация вируса Dezidougou (род Negevirus) в комарах (Ochlerotatus caspius), собранных на территории Республики Саха (Якутия)

Полный текст

Введение

Исторически сложился особый интерес к вирусам, инфицирующим членистоногих, из-за их участия в распространении вирусов, патогенных для человека и животных. Изначально под понятием «вирусы, специфичные для насекомых» (insect specific viruses, ISVs) подразумевали вирусы рода Ortoflavivirus (семейство Flaviviridae), способные реплицироваться только в клетках насекомых, но при этом обладающие схожей организацией генома с ортофлавивирусами, патогенными для позвоночных [1, 2]. С развитием методов высокопроизводительного секвенирования были идентифицированы новые ISVs [3, 4]. К настоящему времени группа ISVs включает в себя представителей разных семейств: Baculoviridae, Poxviridae, Iridoviridae, Ascoviridae, Polydnaviridae, геном которых представлен двухцепочечной ДНК; Parvoviridae (одноцепочечная ДНК); Reoviridae, Tetraviridae, Dicistroviridae, Nodaviridae, Picornaviridae, Flaviviridae (РНК(+)); Rhabdoviridae (РНК(−)) [1‒5].

Представители рода Negevirus обнаружены в разных частях мира и инфицируют широкий круг гематофагов (комаров родов Culex, Aedes и Anopheles, а также москитов рода Lutzomyia). В то же время негевирусы генетически близки с вирусами растений из родов Cilevirus, Higrevirus и Blunervirus (Kitaviridae), что позволило выдвинуть гипотезу о роли растений в естественном цикле передачи негевирусов [6, 7]. Род Negevirus носит название по первому полностью охарактеризованному изоляту Negev virus [6]. К негевирусам на сегодняшний день относятся более 36 видов вирусов, не включая 30 неклассифицированных вирусов (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/Taxonomy/Browse/).

Вирус Dezidougou (DEZV) впервые был выделен в Институте Пастера (Дакар, Сенегал) из популяции комаров Aedes aegypti, собранных вблизи деревни Дезидугу (Dеzidougou), Кот-д’Ивуар в 1987 г. [6, 7]. Позже DEZV был обнаружен в разных частях света: Европа, Африка, Центральная и Южная Америка [6, 8, 9]. Вирионы негевирусов имеют сферическую форму диаметром 45‒50 нм [6]. Геном негевирусов представлен несегментированной одноцепочечной РНК с положительным смыслом, размером 7‒10 к.б. Большинство негевирусов имеют три открытые рамки считывания (open reading frame, ORF), фланкированные нетранслируемыми областями на 5’- и 3’-концах. Каждая ORF разделена короткими межгенными областями, наибольшая рамка ORF1 кодирует вирусную полимеразу, ORF2 ‒ гликопротеин, а ORF3 ‒ мембранные белки [7]. На конце вирусного генома присутствует поли(А)-хвост длиной от 13 до 52 п.н. [6].

Цель работы ‒ изоляция вирусов из комаров, отобранных в Республике Саха (Якутия), а также исследование нового для России вируса DEZV, выделенного из комаров вида Ochlerotatus caspius, включая определение его полной нуклеотидной последовательности, филогенетическую и вирусологическую характеристики.

Материалы и методы

За полевой период 2023 г. на территории Республики Саха (Якутия) в Сайсарском (62.029955/129.668761) и Центральном районах (62.009133/129.744127) были отловлены комары в количестве 500 особей. Комаров транспортировали в сумках-холодильниках на влажной салфетке при температуре +4 °С и хранили при температуре −18‒24 °С. Комаров сортировали по фенотипическим признакам и объединяли в пулы по 10 особей. Морфологическими ключами для определения рода служили: размер особи, цвет чешуек, длина лапок и строение ротового аппарата. Для определения вида комаров секвенировали фрагмент 16S рРНК и фрагмент гена COI митохондриального генома. Всего был исследован 51 пул комаров.

Перед гомогенизацией всех комаров промывали в 70% этаноле, а затем дважды водой для удаления потенциальных поверхностных микроорганизмов. Полученные пулы комаров Ochlerotatus sp. гомогенизировали в 300 мкл физиологического раствора на гомогенизаторе TissueLyser LT (Qiagen, Нидерланды).

Изоляцию вируса проводили на высокочувствительной для ISVs культуре клеток C6/36 (Aedes albopictus) [10‒12]. Монослой выращивали до образования 80‒90% конфлюентности в 24-луночном планшете (Greiner, Австрия) в среде DMEM F12 (Gibco, США), содержащей 10% фетальной бычьей сыворотки (Gibco, США), пенициллин 100 МЕ/мл и стрептомицин 100 мкг/мл (Gibco, США), в атмосфере с 5% CO₂ при температуре 28 °С. Культуру инфицировали отфильтрованными гомогенатами комаров и инкубировали на протяжении 7 сут, оценивая возможные проявления цитопатического эффекта (ЦПЭ). После этого планшеты с клеточными монослоями подвергали трем циклам замораживания/оттаивания, полученные суспензии осветляли от клеточного дебриса центрифугированием 8000g при 4 °С в течение 5 мин и использовали для выполнения пассажа (инфицирование свежих монослоев клеток C6/36 аналогично вышеописанному). После выявления выраженного вирусоспецифического ЦПЭ вирусными суспензиями инфицировали монослои клеток C6/36, выращенные в культуральных флаконах (Greiner, Австрия). Определение инфекционного титра полученной вируссодержащей суспензии проводили по стандартной методике на культуре C6/36 микрометодом с регистрацией результатов микроскопией и МТТ-тестом [13, 14]. Расчет титра осуществляли по методу Спирмена‒Кербера [15].

Световую микроскопию выполняли с использованием инвертированного микроскопа Olympus CKX53 (Olympus, Япония), с фиксацией цифровой камерой Olympus SC50 (Olympus, Япония) при увеличении ×200 и цифровой обработкой в программе Cellsens Standard.

Для проведения электронной микроскопии вируссодержащую культуральную среду осветляли от клеток центрифугированием при 8000g в течение 10 мин для удаления остатков клеточного дебриса. Вирус концентрировали с использованием концентратора для центрифуг VivaSpin (Sartorius, Германия) в течение 30 мин при 6000g. Концентрат ресуспендировали, фиксировали формалином и наносили в виде суспензий на медные сеточки, покрытые пленкой-подложкой из формвара и стабилизированные углеродом. Препараты окрашивали 1% водным раствором уранилацетата по общепринятой методике. Образцы исследовали при помощи электронного микроскопа JEM 1400 (Jeol, Япония) при ускоряющем напряжении 80 кВ. Анализ и обработку изображения осуществляли с помощью программного пакета iTEM (SIS, Германия).

Способность DEZV инфицировать клетки млекопитающих исследовали на перевиваемых культурах: HEK-293A (клетки почки эмбриона человека), Vero E6 (клетки почки зеленой мартышки), а также СПЭВ (клетки почки эмбриона свиньи). Монослой клеток в культуральных флаконах Т-25 заражали 0,1 мл инокулята и инкубировали в поддерживающей среде DMEM F12 с 2% FBS (фетальная бычья сыворотка) в течение 10 сут. Полученные клеточные лизаты тестировали на наличие инфекционного вирусного потомства титрованием на клеточной культуре C6/36.

Проверку восприимчивости животных к вирусу DEZV осуществляли на 2‒3-дневных беспородных мышах-сосунках. Наблюдение за животными, инфицированными интрацеребрально 0,02 мл инокулята, проводили в течение 21 сут.

Скрининговое определение нуклеотидных последовательностей ISVs проводили методом высокопроизводительного секвенирования. Тотальную РНК экстрагировали с помощью «Реагент Extract RNA» («Евроген», Россия) согласно протоколу производителя. Водную фазу, полученную после добавления хлороформа и последующего центрифугирования, собирали и разбавляли 1 : 1 свежеприготовленным 70% этанолом и очищали на спин-колонках Cleanup Mini («Евроген», Россия) и обрабатывали Benzonaze (Merck, Германия) [16]. Синтез первой цепи кДНК проводили с использованием модуля NEBNext Ultra Directional (New England Biolabs Inc., США) для синтеза первой цепи ДНК. Синтез второй цепи ДНК выполняли с использованием UMI Second Strand Synthesis Module for QuantSeq FWD Illumina (Lexogen, Австрия). Подготовленные dsDNA библиотеки анализировали на высокопроизводительном секвенаторе MiSeq (Illumina, США). Cutadapt (версия 1.18) и SAMtools (версия 0.1.18) использовали для удаления адаптеров Illumina и повторного чтения. Контиги были собраны de novo с использованием ассемблера MIRA (версия 4.9.6).

Определение полной нуклеотидной последовательности РНК вируса DEZV проводили с помощью полимеразной цепной реакции с обратной транскрипцией (ОТ-ПЦР), используя праймеры (Приложение 1), комплементарные фрагментам генома исследуемого вируса. Постановку ОТ-ПЦР осуществляли на термоциклере С1000 (Bio-Rad, США) в 15 мкл реакционной смеси. Полученные ампликоны разделяли методом гель-электрофореза в 2% агарозном геле, в трис-ацетатном буфере («Евроген», Россия) с 0,1% бромида этидия (Sisco Research Laboratories, Индия).

Реакцию секвенирования по Сэнгеру проводили с использованием набора BigDye Terminator v. 3.1 Cycle Sequencing Kit (Applied Biosystems, США), на автоматическом анализаторе 3500xl Genetic Analyzer (Applied Biosystems, США). Полученные нуклеотидные последовательности выравнивали по прототипным последовательностям с использованием программного продукта UniproUGENE v. 1.48. Филогенетический анализ выполняли с использованием базы данных GenBank. Построение филогенетических деревьев выполняли в программах Vector NTI Advance 11 и MEGA 11. Филогенетические деревья были рассчитаны по методу максимального правдоподобия с использованием 500 реплик бутстрепа.

Авторы подтверждают соблюдение институциональных и национальных стандартов по использованию лабораторных животных в соответствии с Consensus author guidelines for animal use 2010. Протокол исследования одобрен Комитетом по Биоэтике ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Роспотребнадзора (Протокол № 02 от 03.04.2023).

Результаты

При попытке изоляции вирусов из гомогенатов 51 пула комаров было выполнено 3 последовательных пассажа на культуре С6/36. При выполнении 3-го пассажа на монослое клеток С6/36, соответствующему одному из используемых для инфицирования пулов, на 5-е сутки инкубации было зарегистрировано возникновение цитопатических проявлений, усиливающихся при дальнейшем инкубировании. Для подтверждения наличия вызывающего литическую инфекцию вируса выполнили дополнительный 4-й пассаж на конфлюэнтном монослое С6/36. На рис. 1 представлены микрофотографии, иллюстрирующие наличие выраженного вирусоспецифического ЦПЭ, приводящего к 6-м суткам после инфицирования к 100% гибели клеток. Инфекционная активность выделенного вирусного изолята была определена титрованием на клеточной культуре С6/36 и составила 7,1 lg ТЦД₅₀/мл. Для определения формы и размеров вирусных частиц проводили электронно-микроскопическое исследование. Негативно окрашенная суспензия вируса содержала частицы преимущественно диаметром 48‒52 нм, округлой формы, с более электронно-плотной областью в центральной части (рис. 2).

 

Рис. 1. Световая микроскопия (×200) культуры клеток С6/36, инфицированной штаммом DEZV Yakutsk 2023, через 120 ч после инфицирования.

Слева представлен контроль культуры клеток С6/36.

Fig. 1. Light microscopy (×200) of C6/36 cell culture infected with DEZV Yakutsk 2023 strain 120 hours after infection.

On the left is a control of C6/36 cell culture.

 

Рис. 2. Просвечивающая электронная микроскопия очищенной суспензии вируса.

Частицы округлой формы диаметром 45‒55 нм и электронно-плотной областью в центральной части. Контрастирование 2% уранилацетатом. Бар указан на снимках.

Fig. 2. Transmission electron microscopy of a purified virus suspension.

Rounded particles with a diameter of 45‒55 nm and an electron-dense region in the central part. Contrasted with 2% uranyl acetate. The scale is indicated on images.

 

Для определения потенциальной способности выделенного вирусного изолята реплицироваться в клетках млекопитающих инфицировали клеточные культуры Vero E6, HEK-293A и СПЭВ с множественностью 10 ТЦД₅₀/кл и инкубировали в течение 10 сут. Вирусоспецифического воздействия на клеточные культуры не было выявлено. Клеточные лизаты вышеуказанных культур были подвергнуты титрованию на культуре С6/36. Инфекционного вируса не обнаружили. Полученные результаты доказывают неспособность выделенного вирусного изолята реплицироваться в использованных клетках млекопитающих.

Для выявления возможных патогенных свойств выделенного вируса инфицировали мышей-сосунков. Показано, что интрацеребральное инфицирование дозой 10⁵ ТЦД₅₀/мышь не вызывало каких-либо клинических проявлений инфекции за весь период наблюдения (21 сут).

Скрининговое определение нуклеотидных последовательностей суммарной РНК из инфицированных клеток C6/36 методом секвенирования нового поколения (NGS) позволило идентифицировать фрагмент нуклеотидной последовательности, соответствующей ORF1 генома негевируса Dеzidougou. Длина фрагмента составляла 471 п.н. с количеством прочтений 1465, степенью покрытия 293. Для определения полной нуклеотидной последовательности негевируса DEZV проводили секвенирование по Сэнгеру. Геном представляет собой несегментированную одноцепочечную РНК с положительным смыслом, размером 9010 п.н., имеет три открытые рамки считывания. Экспериментально определенная последовательность была депонирована в базе данных GenBank под номером: PP975071.1. Сходство нуклеотидной последовательности выделенного варианта DEZV Yakutsk 2023 с известными изолятами негевирусов приведено в таблице. Наиболее высокий уровень сходства (92%) по нуклеотидной последовательности DEZV Yakutsk 2023 показал в сравнении с изолятом из Coquillettidia richiardii из Германии (DEZV OP576003). Аналогичный показатель в сравнении с вариантом DEZV, выделенным в Испании (MT096525), составил 86%. Уровень сходства с нуклеотидными последовательностями других негевирусов был следующим: с Kustavi Negevirus (ON949944, Испания) ‒ 69,6%, Utsjoki Negevirus 3 (ON955101, Финляндия) ‒ 72,1%, Wallerfield virus (KX518839, Панама) и Uxmal virus (MH719095.1, Мексика) ‒ 68%. Наличие большого количества аминокислотных замен свидетельствует о существенном генетическом разнообразии негевирусов.

 

Таблица. Уровни сходства (%) нуклеотидной/выведенной аминокислотной последовательностей штамма DEZV Yakutsk 2023 в сравнении с наиболее близкими штаммами негевирусов

Table. Levels of homology (%) of nucleotide/derived amino acid sequences of strain DEZV Yakutsk 2023 in comparison with the closest negevirus strains

Название штамма Name of strain	GenBank	Страна Country	Год Year	Нуклеотидная последовательность, % Nucleotide sequence, %	Аминокислотная последовательность, % Amino acid sequence, %
Dezidougou virus strain 8345	OP576003.1	Германия Germany	2014	91,95	98,40
Dezidougou virus strain ArA 20086	JQ675604.1	Кот-д’Ивуар Côte d’Ivoire	1984	85,22	96,27
Dezidougou virus strain DEZI/ Aedes africanus/SEN/ DAK-AR-41524/1984	KY968698.1	Сенегал Senegal	1984	86,24	96,18
Dezidougou virus isolate FTA2-3	MT096525.1	Испания Spain	2015	86,08	96,44
Kustavi Negevirus isolate FIN/VS-2018/100	ON949944.1	Финляндия Finland	2017	69,61	71,62
Agua Salud Negevirus isolate PA-2013-MP416-PP	MK959116.1	Панама Panama	2013	67,31	57,38
Wallerfield virus strain TR7904	NC_023440.1	Тринидад и Тобаго Trinidad and Tobago	2009	67,84	61,27
Wallerfield virus isolate PA-2013-MP416-PP	MK959117.1	Панама Panama	2013	68,16	61,45
Uxmal virus isolate UXMV-M985	MH719095.1	Мексика Mexico	2007	68,57	60,58
Utsjoki Negevirus 3 isolate FIN/L-2018/06	ON955101.1	Финляндия Finland	2015	72,14	82,15
Culex Biggie-like virus strain CBigVL/Kern	MH188028.1	США USA	2016	70,88	55,19
Culex negev-like virus 3 strain mos172X44875	NC_035129.1	Австралия Australia	2015	70,00	55,30
Tanay virus isolate 11-3, complete genome	KF425262.1	Филиппины Philippines	2005	70,02	52,82
Goutanap virus 16GH1	LC504569.1	Гана Ghana	2016	68,85	56,00

 

На рис. 3 представлено филогенетическое дерево с выделенным нами DEZV Yakutsk 2023 и негевирусами. Наиболее близким к DEZV Yakutsk 2023 является прототипный Dezidougou virus strain 8345 (OP576003.1) из Германии с уровнем идентичности 91,95%. Из других негевирусов наиболее близкими являются вирусы, выделенные в Финляндии (Utsjoki Negevirus 1, ON949947), Castlerea virus в Австралии (KX886280) и Ying Kou virus в Китае (isolate NC 040636.1) с уровнем сходства 72,1‒72,4% по нуклеотидным последовательностям.

 

Рис. 3. Филодендрограмма, отображающая анализ максимального правдоподобия полноразмерных вирусных последовательностей DEZV и других негевирусов.

Последовательность, охарактеризованная в этом исследовании, выделена символом (●). А, В и С ‒ основные ветви негевирусов.

Fig. 3. Phylodendrogram showing the maximum likelihood analysis of full-length viral sequences of DEZV and viruses of the genus Negevirus.

The sequence characterized in this study is highlighted with the symbol (●). A, B, and C are the main branches of negeviruses.

 

Обсуждение

За последние десятилетия было обнаружено большое число вирусов насекомых, которые входят в различные семейства, включая вирусы, относящиеся к негевирусам.

Выделенный нами из пулов комаров, отобранных в Республике Саха (Якутия), вирус эффективно реплицировался в клетках C6/36 (Aedes albopictus), вызывая их гибель. При этом он был не способен инфицировать и размножаться в клеточных культурах млекопитающих (Vero E6, HEK-293A и СПЭВ). Выделенный вирус при интрацеребральном инфицировании высокой дозой не вызывал патологических проявлений у мышей-сосунков. Результаты полногеномного секвенирования определили его принадлежность к негевирусам, наибольший уровень гомологии был отмечен с Dezidougou virus, впервые выделенным в Кот-д’Ивуаре. При электронно-микроскопическом исследовании очищенной вируссодержащей суспензии показано наличие характерных для негевирусов сферических вирусных частиц диаметром 45‒55 нм. В ряде исследований негевирусов было показано, что эти вирусы размножаются только в клетках членистоногих и не реплецируют в клетках позвоночных. Так, в работе [6] с вирусами Negev (NEGV), Piura (PIUV), Dezidougou (DEZV), Ngewotan (NWTV), Loreto (LORV) и Santana (SANV) авторы инфицировали клеточные культуры C6/36, Vero и BHK-21, а также новорожденных мышей (внутримозговая инокуляция). Все перечисленные вирусы были способны реплицироваться лишь в клетках C6/36 и не вызывали заболевания сосунков, что согласуется с результатами настоящего исследования.

Род Negevirus состоит из разнообразной группы специфичных для насекомых вирусов, с геномом, представленным одноцепочечной (+)РНК, выделенной от комаров и москитов-флеботоминов в Бразилии, Колумбии, Перу, Панаме, США, Германии, Испании и Непале. Данные вирусы были изолированы из пулов комаров, собранных в полевых условиях, что позволяет предположить их довольно широкую распространенность среди комаров в природе. Для большинства негевирусов характерны высокая генетическая изменчивость и наличие межвидовой передачи. Негевирусы широко географически распространены и имеют разнообразный круг хозяев среди насекомых ‒ комары родов Culex, Aedes и Anopheles, москиты рода Lutzomyia и др. [17, 18]. Наши результаты о выделении DEZIV в Республике Саха (Якутия) в России подтверждают данные о широком географическом распространении негевирусов.

Биологическое и потенциальное значение для здравоохранения негевирусов еще предстоит определить. Поскольку негевирусы изначально были выделены из отобранных в природе комаров разных родов, которые являются переносчиками арбовирусов, то существует возможность влияния негевирусной инфекции на восприимчивость и векторную компетентность переносчиков к вирусным патогенам позвоночных. Так, экспериментально, на Ae. aegypti было показано, что инфицирование комаров определенными штаммами бактериального эндосимбионта Wolbachia препятствует репликации вируса денге и снижает компетентность переносчика [18, 19]. И если бактериальный эндосимбионт может изменить компетентность комара-переносчика к арбовирусам, то вполне вероятно, что вирусный симбионт тоже может оказывать аналогичный эффект. Считается, что ISVs также могут потенциально использоваться в качестве агентов биологического контроля с предполагаемым исключением суперинфекции патогенными для человека арбовирусами и поддержания эффекта в природе посредством трансовариальной передачи [20]. В недавней работе показано, что негевирус Piura эффективно ингибирует репликацию вируса Зика в клетках насекомых. Коинфицирование клеток C6/36 с PIUV приводило к 10 000-кратному снижению инфекционного титра вируса Зика по сравнению с моноинфицированными вирусом Зика клетками. В то же время вирус Зика не был способен ингибировать репликацию PIUV [21]. E. Patterson и соавт. [22] продемонстрировали, что вирус Negev ингибирует репликацию арбовирусов Чикунгунья и восточного энцефалита лошадей, относящихся к роду Alphavirus, в коинфицированных клетках комаров. Другими исследователями было показано, что специфичный для насекомых Culex Flavivirus (CxFV) Izabal не подавлял репликацию вируса Западного Нила (ВЗН) в клетках C6/36 и комарах Culex quinquefas ciatus. Особенно важно, что трансмиссионная эффективность в отношении ВЗН была усилена у инфицированных CxFV комаров [23].

Ранее экспериментально было показано, что негевирусы обнаруживаются в слюнных железах насекомых и, значит, существует потенциальная возможность передачи вируса позвоночному хозяину во время кормления [24, 25]. Следовательно, люди и другие позвоночные могут иметь контакт с негевирусами, что повышает вероятность некоторых из них адаптироваться и, в конечном итоге, сформироваться уже как условный патоген позвоночных. Существует обоснованное предположение о том, что многие вирусы позвоночных, передающиеся членистоногими, первоначально были специфичными для насекомых [7]. Предположение о том, что ISVs являются предками арбовирусов, делает эти вирусы потенциальным инструментом для изучения эволюции перехода от одного хозяина к другим.

Заключение

Впервые на территории Российской Федерации в пуле комаров, отобранных в Республике Саха (Якутия), был идентифицирован и выделен вирус, относящийся к негевирусам. Выделенный штамм негевируса DEZV Yakutsk 2023 эффективно реплицировался в клетках C6/36 (Ae. albopictus), вызывая их гибель. При этом он был не способен инфицировать и размножаться в использованных клеточных культурах млекопитающих и не вызывал патологических проявлений у мышей-сосунков при интрацеребральном инфицировании. Методом NGS и секвенированием по методу Сэнгера установлена полная нуклеотидная последовательность вирусного генома DEZV Yakutsk 2023 и проведен филогенетический анализ.

Дальнейшее исследование распространенности негевирусов, их вирусологических особенностей, потенциального значения для здравоохранения и влияния на векторную компетентность переносчиков представляется важным и перспективными.

Об авторах

Марина Алексеевна Степанюк

ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор)

Email: stepanyuk_ma@vector.nsc.ru
ORCID iD: 0009-0002-2658-7746

младший научный сотрудник отдела молекулярной вирусологии флавивирусов и вирусных гепатитов

Россия, 630559, Новосибирская область, р.п. Кольцово

Станислав Сергеевич Легостаев

ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор)

Email: legostaev_ss@vector.nsc.ru
ORCID iD: 0000-0002-6202-445X

стажер-исследователь отдела молекулярной вирусологии флавивирусов и вирусных гепатитов

Россия, 630559, Новосибирская область, р.п. Кольцово

Кристина Вячеславовна Карелина

ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор)

Email: karelina_kv@vector.nsc.ru
ORCID iD: 0009-0003-1421-1765

стажер-исследователь отдела молекулярной вирусологии флавивирусов и вирусных гепатитов

Россия, 630559, Новосибирская область, р.п. Кольцово

Нина Федоровна Тимофеева

ФГАОУ ВО «Северо-Восточный федеральный университет имени М.К. Аммосова»

Email: niakswan@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-9895-5873

научный сотрудник

Россия, 677000, Республика Саха (Якутия), г. Якутск

Ксения Федоровна Емцова

ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор)

Email: k.emtsova@g.nsu.ru
ORCID iD: 0009-0003-5165-5357

стажер-исследователь отдела микроскопических исследований

Россия, 630559, Новосибирская область, р.п. Кольцово

Олеся Викторовна Охлопкова

ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор)

Автор, ответственный за переписку.
Email: ohlopkova_ov@vector.nsc.ru
ORCID iD: 0000-0002-8214-7828

канд. биол. наук, старший научный сотрудник отдела биофизики и экологических исследований

Россия, 630559, Новосибирская область, р.п. Кольцово

Олег Святославович Таранов

ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор)

Email: taranov@vector.nsc.ru
ORCID iD: 0000-0002-6746-8092

заведующий отделом микроскопических исследований

Россия, 630559, Новосибирская область, р.п. Кольцово

Владимир Александрович Терновой

ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор)

Email: tern@vector.nsc.ru
ORCID iD: 0000-0003-1275-171X

канд. биол. наук, ведущий научный сотрудник отдела молекулярной вирусологии флавивирусов и вирусных гепатитов

Россия, 630559, Новосибирская область, р.п. Кольцово

Альберт Васильевич Протопопов

ФГАОУ ВО «Северо-Восточный федеральный университет имени М.К. Аммосова»

Email: a.protopopov@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-6543-4596

д-р биол. наук, главный научный сотрудник

Россия, 677000, Республика Саха (Якутия), г. Якутск

Валерий Борисович Локтев

ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор)

Email: loktev@vector.nsc.ru
ORCID iD: 0000-0002-0229-321X

д-р биол. наук, профессор, академик РАЕН, главный научный сотрудник отдела молекулярной вирусологии флавивирусов и вирусных гепатитов

Россия, 630559, Новосибирская область, р.п. Кольцово

Виктор Александрович Святченко

ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор)

Email: svyat@vector.nsc.ru
ORCID iD: 0000-0002-2729-0592

канд. биол. наук, ведущий научный сотрудник отдела молекулярной вирусологии флавивирусов и вирусных гепатитов

Россия, 630559, Новосибирская область, р.п. Кольцово

Александр Петрович Агафонов

ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор)

Email: agafonov@vector.nsc.ru
ORCID iD: 0000-0003-2577-0434

д-р биол. наук, генеральный директор

Россия, 630559, Новосибирская область, р.п. Кольцово

Список литературы

Дополнительные файлы