Выделение нового штамма М-2020 вируса оспы верблюдов (Poxviridae: Orthopoxvirus: Camelpox virus) в Республике Казахстан и изучение его репродукции на различных биологических системах

Обложка


Цитировать

Полный текст

Аннотация

Введение. В данной работе представлены результаты выделения вируса оспы верблюдов (ОВ) (Poxviridae: Orthopoxvirus: Camelpox virus, CMLPV) и изучения его репродуктивных свойств на чувствительных биологических системах.

Материал и методы. В исследовании использован эпизоотический штамм М-96 вируса, а также его аттенуированные варианты КМ-40 и КМ-70, полученные путём последовательного пассирования. Выделение возбудителя из суспензии биопсийных образцов осуществляли на культуре клеток и в развивающихся куриных эмбрионах (РКЭ). Все эксперименты проводили с числом повторности, обеспечивающим получение достоверных результатов.

Результаты. В серии экспериментов выделен вирус ОВ из корочек и соскобов с оспенными папулами кожи, полученных во время вспышки заболевания от больных верблюдов (Camelus bactrianus) из различных районов Мангистауской области Республики Казахстан в конце 2019 г. При этом признаки размножения возбудителя на хорион-аллантоисной оболочке (ХАО) отмечались с 3 пассажа. Полученный вирус вызывал формирование на ХАО патологических изменений в виде возвышающихся точечных или сплошных узелков белого цвета, ограниченных от окружающей ткани, с геморрагическими очагами в центре, в размере от 1,0 до 5,0 мм. Определены репродуктивные свойства изолята на чувствительных биологических системах в сравнении с эпизоотическим штаммом М-96 CMLPV, выделенным ранее на территории Казахстана во время вспышки ОВ 1996 г., а также его аттенуированными вариантами. Выделенному вирусу присвоено условное название М-2020.

Обсуждение. При исследовании в обеих чувствительных системах культивирования (клеточной культуре и РКЭ) штаммы М-96 и его аттенуированные варианты КМ-40, КМ-70, использованные в экспериментах в качестве контроля, продемонстрировали высокую инфекционную активность с титром 4,75–6,75 lg ТЦД50/см3, тогда как для исследуемого изолята вируса ОВ М-2020 указанная величина оказалась существенно ниже (3,00-4,75 lg ТЦД50/см3, p > 0,05).

Полный текст

Введение

Одной из отраслей животноводства пустынных и полупустынных зон Республики Казахстан является верблюдоводство, занимающее определённое место в сельскохозяйственном производстве с обеспечением потребностей населения в мясе, молоке и шерсти. Во многом благодаря этому становится возможным освоение таких природных зон [1]. В настоящее время ставится задача превратить верблюдоводство в высокодоходную отрасль продуктивного животноводства. Для этого необходимо увеличить и сохранить поголовье верблюдов (Camelus bactrianus), принять возможные меры по защите его от инфекционных болезней, в т.ч. оспы верблюдов (ОВ), периодически наносящей значительный экономический ущерб [2]. На территории Казахстана ОВ периодически наблюдалась в Мангистауской и Атырауской (Гурьевской) областях на протяжении 1930 г., 1942–1943, 1965–1967, 1968–1969 гг. [3] и 1996 г. Во время вспышки в 1996 г. в Мангистауской области из 8 тыс. особей заболели 830, из них 43 пали [4]. В этот период сотрудниками ДГП «Научно-исследовательский институт проблем биологической безопасности» Комитета науки Министерства образования и науки Республики Казахстан (НИИПББ КН МОН РК) на территории региона выделен эпизоотический штамм М-96 вируса ОВ (Poxviridae: Orthopoxvirus: Camelpox virus, CMLPV), изучены его биологические, морфологические, физико-химические и генетические свойства [5–9]. Позже полный геном штамма был секвенирован и депонирован в базе GenBank (№ AF438165.1) [10]. После указанной вспышки ОВ вновь регистрировалась в Мангистауской области летом 2019 г.; диагноз подтверждён лабораторно сотрудниками НИИПББ в декабре того же года (неопубликованные данные). В конце 2019 г. в это учреждение доставлен патологический биоматериал от заболевших особей из различных районов Мангистауской области с целью выделения вируса и последующего изучения его репродуктивных свойств на различных биологических системах в сравнении с другими штаммами, имеющимися в коллекции микроорганизмов НИИПББ. Важно отметить, что проведение такого рода исследований позволяет правильно организовать профилактические мероприятия, а также наладить производство диагностических и вакцинных препаратов против особо опасных инфекций животных.

С учётом изложенного целью данной работы стало выделение и изучение репродуктивных свойств изолята вируса ОВ, полученного при вспышках болезни на территории Мангистауской области в 2019 г.

Материал и методы

Вирус и патологический материал. В работе использован эпизоотический штамм М-96 вируса ОВ, который выделен от верблюда, заболевшего в период вспышки в Мангистауской области в 1996 г., а также его аттенуированные варианты КМ-40 и КМ-70, полученные путём последовательного пассирования на чувствительных биологических системах. Объектом исследования был патологический биологический материал (корочки и соскобы с оспенными папулами кожи), отобранный от больных животных во время вспышки ОВ из различных районов Мангистауской области в конце 2019 г. Расположение региона и места отбора биопроб представлены на рис. 1.

Рис. 1. Карта Мангистауской области
и места отбора патологического биоматериала на территории.
Место отбора проб обозначены красными звездочками.
Fig. 1. Map and locations for sampling of the pathological material in Mangistau region.
Sampling location is indicated with red asterisks.

Биологические системы культивирования. При проведении экспериментов использовали первично-трипсинизированную культуру клеток почки ягнёнка (ПЯ), выращенной в питательной среде с 10% содержанием фетальной сыворотки крови крупного рогатого скота (КРС) (fetal bovine serum, FBS), а также развивающиеся куриные эмбрионы (РКЭ) в возрасте 11–12 сут. Последние получены с птицефабрик с благополучной ситуацией по эпидемиологическому статусу и показателям биологической безопасности.

Выделение и культивирование вируса на чувствительных биологических системах. Выделение возбудителя из суспензии биопсийных образцов проводили на клеточной культуре и в РКЭ, как описано в протоколах Всемирной организации здравоохранения животных (Office International des Épizooties (OIE), 2019) [11]. Перед инфицированием эмбрионы подвергали органолептическому контролю посредством овоскопирования. После соответствующей обработки скорлупы эмбриона над областью воздушной камеры (пуги) тонко отточенным металлическим копьём осуществляли прокол и с помощью пинцета формировали отверстие размером 4–5 мм в диаметре. Затем на подскорлуповой оболочке стерильными иглами в 2–3 местах делали насечки и наносили в них вирусный материал в объёме 0,2 см3. Отверстие в скорлупе заклеивали лейкопластырем, после чего РКЭ инкубировали в вертикальном положении при температуре (37 ± 0,5) °С и относительной влажности воздуха (55 ± 5) % в течение 120 ч.

С целью контроля оставляли незаражёнными 2–3 эмбриона, которым на хорион-аллантоисную оболочку (ХАО) наносили физиологический (0,9%) раствор хлорида натрия в том же объёме. Овоскопический контроль осуществляли ежедневно. Гибель эмбрионов в течение первых 48 ч расценивали как неспецифичную. Начиная с 3-суточного срока инкубирования погибшие РКЭ помещали в бытовой холодильник при (4 ± 2) °С и сохраняли до окончания опыта. Эмбрионы, оставшиеся живыми на протяжении 120 ч, после инкубирования также охлаждали в бытовом холодильнике при аналогичном температурном режиме не менее 18 ч.

Титр вируса ВО в полученных образцах определяли титрованием в первичной культуре клеток ПЯ или РКЭ согласно описанной ранее методике [9]. Показателем титра считали наибольшее его разведение, вызывающее цитопатическое действие (ЦПД) в 50% заражённых проб с клеточной культурой или образованием оспенных бляшек на ХАО РКЭ. Непосредственное значение вычисляли по методу Рида и Менча [12] с выражением в lg ТЦД50/см3 (ТЦД – тканевая цитопатическая доза) для культуры клеток ПЯ или в lg ЭИД50/см3 (ЭИД – эмбриональная инфицирующая доза) в случае РКЭ.

Электронно-микроскопические исследования. Пробы готовили методом негативного контрастирования с использованием 2 % водного раствора фосфорновольфрамовой кислоты (ФВК). Каплю материала, содержащего вирус, помещали в лунку тефлоновой пластины. На каплю наносили опорную сетку с пленкой-подложкой, напыленной углем. Через 5–10 мин адсорбции сетку удаляли, а избыток жидкости отбирали фильтровальной бумагой. Сетку с образцом переносили на 1–2 мин на 1 каплю раствора ФВК рН 6,8, а затем на 5 мин – на 1 раствора ФВК рН 7,0. После контрастирования и удаления избытка контрастера препарат подсушивали на воздухе. Препараты исследовали на электронном микроскопе «JEM-100 CX JEOL» (Япония) при ускоряющем напряжении 80 кВ и увеличении ×20 000–150 000.

Определение антигенного родства вируса. Антигенное родство между новым изолятом и ранее выделенным штаммом устанавливали в процессе реакции нейтрализации с использованием специфической сыворотки, полученной от верблюдов, иммунизированных аттенуированным штаммом КМ-40 CMLPV. Учёт результатов нейтрализации проводили на протяжении 7 сут по наличию или отсутствию ЦПД вируса в культуре клеток ПЯ.

Статистическая обработка данных. Все эксперименты выполняли с числом повторностей, обеспечивающим получение достоверных результатов. Статистическую обработку проводили с вычислением среднего арифметического значения (Х) и средней квадратической ошибки (m) при помощи программы GraphPad Prism v.9. Различия считали статистически значимыми при уровне достоверности 95% (р ≤ 0,05).

Результаты

Выделение вируса оспы верблюдов в развивающихся куриных эмбрионах. Результаты экспериментов, проведённых in vitro с использованием чувствительных биологических систем, приведены в табл. 1.

Таблица 1. Результаты биопроб по выделению вируса оспы верблюдов
на развивающихся куриных эмбрионах методом последовательного пассажа
Table 1. Results of bioassays for the isolation of camelpox virus
on the embryonated chicken eggs by the method of serial passages

Примечание. «–» – отсутствие оспенных бляшек на хорион-аллантоисной оболочке;
«+» – наличие оспенных бляшек на хорион-аллантоисной оболочке.
Note. «–», no camelpox plaques on the chorio-allantoic membrane;
«+», presence of camelpox plaques on the chorio-allantoic membrane.

Как видно из данных табл. 1, после вскрытия РКЭ при исследовании ХАО оспенные узелки в 1 и 2 пассажах не обнаружены. В образце № 5 признаки размножения вируса отмечались c 3 пассажа. До этого момента поражения были слабо выражены и характеризовались наличием в месте инокуляции единичных ограниченных узелков, возвышающихся над окружающей поверхностью. Видимые патологические изменения на ХАО наблюдались с 6 пассажа; при этом в указанной области регистрировались обширные участки поражения, представляющие собой выступающие над поверхностью оболочки сплошные белые образования с очагами кровоизлияния. Следует отметить, что из других образцов вирус не выделен, так как оспенные узелки отсутствовали даже при последовательном пассировании до уровня 6 пассажа.

Таким образом, в результате проведённых исследований из доставленного биоматериала изолирован вариант вируса ОВ, который получил предварительное название М-2020. После тщательного изучения биологических и генетических свойств изолята предполагаются его паспортизация и депонирование в соответствующие базы данных для пополнения ряда коллекционных штаммов в качестве вирулентного образца, предназначенного для контроля иммуногенности вакцин, а также выполнения научно-исследовательских работ.

Изучение репродуктивных свойств изолята М-2020 на биологических системах. Для сравнительного изучения репродуктивных свойств изолята М-2020 с другими штаммами CMLPV использованы эпизоотический штамм М-96 и его аттенуированные варианты КМ-40 и КМ-70. Эксперименты выполнены на РКЭ. Специфичность вируссодержащих материалов оценивали по наличию характерного ЦПД в монослое культуры клеток (рис. 2) или по выявлению бляшек на ХАО куриных эмбрионов (рис. 3), а также в соответствии с результатами электронно-микроскопических исследований (рис. 4).

Рис. 2. Световая микроскопия культуры клеток почки ягнёнка
до и после заражения вирусом оспы верблюдов:
а) – неинфицированная клеточная культура (контроль на 3 сут);
б) – цитопатическое действие вируса в культуре (на 3 сут после инфицирования).
Микрофотография (увеличение х20).
Fig.2. Light microscopy of the lamb kidney cells
before and after infection with CMLPV:
a), non-infected lamb kidney cells (control on the 3rd day);
b), cytopathic effect of the virus in the cell culture (on the 3rd day after infection).
Microphotograph (magnification х20).

Рис. 3. Характерные бляшки на хорион-аллантоисной оболочке куриных эмбрионов
при инфицировании штаммами вируса оспы верблюдов;
а) – при заражении штаммом КМ-40; б) – при заражении изолятом М-2020.
Нативный макропрепарат.
Fig. 3. Characteristic plaques on the chorioallantoic membrane of chicken embryos
when infected with strains of the CMLPV:
a), after infection with strain KM-40; b), after infection with isolate M-2020.
Native macropreparation.

Рис. 4. Электронная микроскопия вирионов оспы верблюдов:
а) – штамм М-96, б) – изолят М-2020.
Микрофотография, негативное контрастирование
2% раствором фосфорно-вольфрамовой кислоты,
увеличение ×150 000 (по Н.С. Кожабергенову).
Fig. 4. Electron microscopy of the camelpox virions:
a), strain M-96; b), isolate M-2020.
Microphotograph, negative staining with 2% phosphotungstic acid solution,
magnification ×150 000 (according to Kozhabergenov N.S.).

Из рис. 1 видно, что ЦПД вируса в культуре клеток ПЯ характеризовалось очаговым поражением монослоя в виде наличия имеющих светопреломляющую цитоплазму клеточных элементов различной формы (округлые, веретенообразные, овальные) с чёткими очертаниями ядерной и цитоплазматической оболочек. При этом отмечалась отёчность этих клеток с увеличением их в размерах в несколько раз по сравнению с нормальными. На местах отмерших клеток образовывались пустые участки. При заражении куриных эмбрионов появление оспенных бляшек на ХАО регистрировалось спустя 48–72 ч с максимальным развитием изменений на 72–96 ч. Через 96–120 ч помимо бляшек имели место вторичные поражения в виде ограниченных беловатых узелков размерами от 1,0 до 2,0–3,0 мм, рассеянных по всей поверхности оболочки по ходу кровеносных сосудов (рис. 3 а, б).

Результаты экспериментов по изучению репродуктивных свойств изолята М-2020 в сравнении с другими штаммами вируса ОВ на чувствительных биологических системах представлены в табл. 2.

Таблица 2. Показатели биологической активности культуральных
и эмбриональных вируссодержащих суспензий штаммов вируса оспы верблюдов
Table 2. Indicators of the biological activity of cultured
and embryonic virus-containing suspensions of CMLPV strains

Примечание. н.и. – не исследовано; ТЦД – тканевая цитопатическая доза;
ЭИД – эмбриональная инфицирующая доза.
Note. n.i, not investigated; TCID, tissue culture infectious dose;
EID, embryo infectious dose.

Приведённые данные свидетельствуют о стабильной высокой биологической активности всех штаммов ВОВ в культуре клеток ПЯ и РКЭ с показателями титра от 3,00 ± 0,08 до 6,75 ± 0,25 lg ТЦД50/см3 на 4–5 сут культивирования. Эти результаты позволяют заключить, что все испытуемые штаммы хорошо культивируются в чувствительных системах (независимо от адаптации к той или иной из них) с высокой инфекционной активностью.

Изучение антигенного родства изолята М-2020 вируса оспы верблюдов. Установление антигенной идентичности нового изолята вируса ОВ проведено в реакции нейтрализации с использованием специфической и нормальной сывороток животных. Результаты исследованы представлены в табл. 3.

Таблица 3. Результаты определения антигенной идентичности
выделенного вируса оспы верблюдов
со специфической сывороткой в реакции нейтрализации
Table 3. Results of the assesment of the antigenic identity
of isolated CMLPV with specific serum in the neutralization test

Примечание. «–» – отсутствие цитопатического действия;
«+» – наличие цитопатического действия.
Note. «–», no cytopathic effect; «+», presence of cytopathic effect.

При изучении антигенной взаимосвязи между изолятом и аттенуированным штаммом вируса ОВ установлено, что в реакции нейтрализации, протекавшей в клеточной культуре, полученная от вакцинированных животных специфическая сыворотка в разведении 1 : 32 полностью нейтрализовала полевой изолят вирулентного возбудителя в дозе 200 lg ТЦД50/см3.

Обсуждение

Выделение возбудителя как основной исследовательский метод классической вирусологии имеет особое значение в экспериментальной работе. Так, чистая культура изолированного вируса представляет научный интерес при исследовании его филогенеза и эволюции путём изучения биологических, молекулярно-генетических свойств и в перспективе является биологическим резервом, который может быть широко использован при разработке средств диагностики и профилактики заболевания. Для выделения чистой культуры применяются чувствительные биологические системы (лабораторные модели животных, клеточные культуры и куриные эмбрионы) в зависимости от тропизма исследуемого инфекционного агента. По данным литературных источников, РКЭ возраста 11–12 сут являются одной из оптимальных систем для первичного выделения вируса ОВ из патологических материалов [11–13]. В соответствии с этим первичное выделение инфекционного агента проведено нами на куриных эмбрионах путём заражения через ХАО. Установлено, что признаки размножения вируса на отмечались с 3 пассажа. Изолят М-2020 вызывал формирование на ХАО патологических изменений в виде возвышающихся точечных или сплошных поражений в виде узелков белого цвета, отграниченных от окружающей ткани, с геморрагическими очагами в центре. Аналогичная в визуальном отношении картина наблюдалась также в работах других авторов [3][5][14].

В литературе имеются данные об успешном культивировании CMLPV в организме естественно восприимчивых животных [3], в первичных и перевиваемых культурах клеток почки ягненка (ПЯ), почки телёнка (ПТ-80), кожи плода верблюда (КПВ), фибробластов куриных эмбрионов (ФЭК), почки африканской зелёной мартышки (Vero), почки новорождённого сирийского хомячка (ВНК-21), клетки опухоли шейки матки (HeLa) [5][14–17], а также о невосприимчивости к данному патогену всех видов лабораторных животных моделей, включая птиц (Aves) [3][19]. С учётом этих сведений нами изучены репродуктивные свойства казахстанского изолята М-2020 на культуре ПЯ и РКЭ в сравнении с эпизоотическим штаммом М-96 ВОВ, который ранее выделен на территории Казахстана во время вспышки ОВ 1996 г., а также его аттенуированными вариантами. Следует отметить, что эпизоотический штамм М-96 и его репродуктивные свойства подробно изучены Е.А. Булатовым и соавт. [5]. Ими показано, что из 19 испытанных видов клеточных культур и куриных эмбрионов наиболее чувствительными к этому штамму являются первично-трипсинизированные культуры клеток ПЯ и эмбриональной почки ягненка (ЭПЯ), перевиваемые линии Vero, почка овцы (ПО), а также РКЭ. При этом вирус репродуцировался в культурах ПЯ и ЭПЯ в титрах 4,00–5,75 и 4,75– 4,86 соответственно; в перевиваемых линиях культур Vero – 4,00–5,50, ПО – 3,75–5,25 lg ТЦД50/см3 и на КЭ в титрах от 4,70 до 6,00 lg ЭИД50/см3. В то время как в клеточных культурах почки камерунских коз (ПКК), почки собаки (МДСК), свиной почки эмбриональной версенизированной (СПЭВ) и поджелудочной железы кролика (ПЖК) ЦПД вируса обнаруживалось только в первом (титры 0,5– 3,50 lg ТЦД50/см3) пассаже, в культурах лёгкие эмбриона овцы (ЛЭО), кожи эмбриона овцы (КЭО), тестикул ягненка (ТЯ) аналогичный эффект отмечался в первых 2 пассажах (титры 0,25–5,50 lg ТЦД50/см3), то в экспериментах с использованием ПЖК, ПТ-80, тестикул теленка (ТТ) и почки молодого бычка (МДВК) проявление ЦПД вируса не зарегистрировано. Штаммы (М-96 и его аттенуированные варианты КМ-40, КМ-70), использованные нами в экспериментах в качестве контроля, показали высокую инфекционную активность с титром 4,75–6,75 lg ТЦД50/см3, тогда как на обеих системах культивирования это значение для исследуемого изолята М-2020 оказалось существенно более низким (3,00–4,75 lg ТЦД50/см3, p > 0,05) по сравнению с другими штаммами. Низкая биологическая активность выделенного варианта вируса может быть связана с такими факторами культивирования, как величина минимальной инфицирующей дозы (МИД), температура инкубирования, способ культивирования, характер питательной среды и т.д. [20].

Заключение

В результате проведённых исследований выделен возбудитель, который идентифицирован как вирус ОВ методом реакции нейтрализации и посредством электронной микроскопии. Данный изолят будет использован в дальнейших исследованиях при разработке вакцинных препаратов с возможностью определения их протективности при контрольном заражении восприимчивых животных. На первом этапе определены репродуктивные свойства выделенного варианта вируса. В настоящее время продолжается изучение его генетических свойств с последующими паспортизацией и депонированием в депозитарии возбудителей особо опасных болезней республиканской коллекции микроорганизмов в качестве штамма М-2020 CMLPV.

×

Об авторах

К. Д. Жугунисов

ДГП «Научно-исследовательский институт проблем биологической безопасности» Комитета науки Министерства образования и науки Республики Казахстан (НИИПББ КН МОН РК)

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0003-4238-5116

080409, Жамбылская область, Кордайский р-н, пгт. Гвардейский

Казахстан

М. А. Мамбеталиев

ДГП «Научно-исследовательский институт проблем биологической безопасности» Комитета науки Министерства образования и науки Республики Казахстан (НИИПББ КН МОН РК)

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0001-6034-6642

080409, Жамбылская область, Кордайский р-н, пгт. Гвардейский

Казахстан

М. А. Азанбекова

ДГП «Научно-исследовательский институт проблем биологической безопасности» Комитета науки Министерства образования и науки Республики Казахстан (НИИПББ КН МОН РК)

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0002-5807-7604

080409, Жамбылская область, Кордайский р-н, пгт. Гвардейский

Казахстан

М. К. Кенжебаева

ДГП «Научно-исследовательский институт проблем биологической безопасности» Комитета науки Министерства образования и науки Республики Казахстан (НИИПББ КН МОН РК)

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0001-6666-6532

080409, Жамбылская область, Кордайский р-н, пгт. Гвардейский

Казахстан

С. С. Килибаев

ДГП «Научно-исследовательский институт проблем биологической безопасности» Комитета науки Министерства образования и науки Республики Казахстан (НИИПББ КН МОН РК)

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0001-9203-2189

080409, Жамбылская область, Кордайский р-н, пгт. Гвардейский

Казахстан

М. С. Туысканова

ДГП «Научно-исследовательский институт проблем биологической безопасности» Комитета науки Министерства образования и науки Республики Казахстан (НИИПББ КН МОН РК); НАО «Казахский национальный университет имени Аль-Фараби»

Автор, ответственный за переписку.
Email: monica_94@list.ru
ORCID iD: 0000-0001-6565-082X

Туысканова Молдир Сержанкызы, магистр биологии, младший научный сотрудник лаборатории «Коллекция микроорганизмов»

080409, Жамбылская область, Кордайский р-н, пгт. Гвардейский; 050040, Алматы

Казахстан

А. С. Джапашева

ДГП «Научно-исследовательский институт проблем биологической безопасности» Комитета науки Министерства образования и науки Республики Казахстан (НИИПББ КН МОН РК)

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0002-7414-4635

080409, Жамбылская область, Кордайский р-н, пгт. Гвардейский

Казахстан

А. Д. Омуртай

ДГП «Научно-исследовательский институт проблем биологической безопасности» Комитета науки Министерства образования и науки Республики Казахстан (НИИПББ КН МОН РК)

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0002-9331-5161

080409, Жамбылская область, Кордайский р-н, пгт. Гвардейский

Казахстан

Ш. Т. Табыс

ДГП «Научно-исследовательский институт проблем биологической безопасности» Комитета науки Министерства образования и науки Республики Казахстан (НИИПББ КН МОН РК)

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0002-4909-6598

080409, Жамбылская область, Кордайский р-н, пгт. Гвардейский

Казахстан

Список литературы

  1. Сатбеков Е.С. Получение и испытание на специфическую активность гипериммунной сыворотки против оспы верблюдов. Вестник сельскохозяйственной науки. 1971; (2): 101–4.
  2. Трабаев О. Результаты изучения устойчивости вируса оспы верблюдов в различных условиях внешней среды и при воздействии антибиотиков и дезосредств. В кн.: Труды Алма-Атинского ЗВИ. Том ХХ: Инфекционные и паразитарные заболевания сельскохозяйственных животных. Алма-Ата; 1972: 34–5.
  3. Садыков Р.Г. Культивирование вируса оспы верблюдов на куриных эмбрионах. Вирусные болезни сельскохозяйственных животных. 1970; (1): 1–25.
  4. Булатов Е.А., Мамадалиев С.М., Мамбеталиев М. Изучение основных биофизических характеристик вируса оспы верблюдов из штамма «М-96». Вестник науки Казахского агротехнического университета им. С. Сейфулина. 2009; (4): 225–9.
  5. Булатов Е.А., Мамадалиев С.М., Мамбеталиев М., Битов Н.Т. О циркуляции вируса оспы верблюдов в Мангистауской области Республики Казахстан в скрытой форме. Актуальные вопросы ветеринарной биологии. 2010; (3): 10–3.
  6. Султанкулова К.Т., Зайцев В.Л. Вирус оспы верблюдов: биологические свойства, структура генома и диагностика. Морфология и структура вируса. Алматы; 2017: 37–40.
  7. Сюрин В.Н. Руководство по ветеринарной вирусологии. Москва: Колос; 1966.
  8. Сергеев В.А. Размножение вируса животных в клетках ткани. Москва: Колос; 1966.
  9. Marennikova S.S., Shenkman L.S., Shelukhina E.M., Maltseva N.N. Isolation of camel pox virus and investigation of its properties. Acta virologica. 1974; 18(5): 423–8.
  10. Afonso C.L., Tulman E.R., Lu Z., Zsak L., Sandybaev N.T., Kerembekova Z.U., et al. The genome of camelpox virus. Virology. 2002; 295(1): 1–9. https://doi.org/10.1006/viro.2001.1343
  11. OIE 2019. Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals 2019. Chapter 3.9.2. Camelpox. Paris: World Organisation for Animal Health; 2019: 1665–8.
  12. Reed L.J., Muench H. A simple method of estimating fifty percent endpoints. Am. J. Epidemiol. 1938; 27(3): 493–7. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.aje.a118408
  13. Tantawi H.H., Saban M.S., Reda I.M., Dahaby H.E. Camel pox virus in Egypt. Isolation and characterization. Bull. Epizoot. Dis. Africa. 1974; 22(4): 315–9.
  14. Chauhan R.S., Kaushik R.K. Isolation of camel pox virus in India. Br. Vet. J. 1987; 143(6): 581–2. https://doi.org/10.1016/0007-1935(87)90050-9
  15. Marodam V., Nagendrakumar S.B., Tanwar V.K., Thiagarajan D., Reddy G.S., Tanwar R.K., et al. Isolation and identification of camel pox virus. Indian J. Anim. Sci. 2006; 76: 326–7.
  16. Ramyar H., Hessami M. Isolation, cultivation and characterization of camel pox virus. Arch. Inst. Razi. 1972; 24: 13–21.
  17. Davies F., Mungai J., Shaw T. Characteristics of a Kenyan camelpox virus. J. Hyg. (Lond.). 1975; 75(3): 381–5. https://doi.org/10.1017/s002217240002444x
  18. Gitao C.G., Nyaga P.N. Pathogenicity of Camelpox virus strain from Kenya on Camels (Camelus dromedarius). Bull. Anim. Health Prod. Afr. 1995; 43: 247–51.
  19. Klopries M., Wernery U., Karden O.-R. Characterisation of the camel skin cell line Dubca. Br. Vet. J. 1995; 151(5): 555–65. https://doi.org/10.1016/s0007-1935(05)80026-0
  20. Tantawi H.H., El-Dahaby H., Fanmy L.S. Comparative studies on poxvirus strains isolated from camels. Acta Virol. 1978; 22(6): 451–7.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Жугунисов К.Д., Мамбеталиев М.А., Азанбекова М.А., Кенжебаева М.К., Килибаев С.С., Туысканова М.С., Джапашева А.С., Омуртай А.Д., Табыс Ш.Т., 2022

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС77-77676 от 29.01.2020.


Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах